ИCCЛЕДОВАНИЕ ВЛИЯНИЯ ФИЗИКО-ХИМИЧЕСКИХ ФАКТОРОВ НА ЧАСТОТУ ТРАНСДУКЦИИ ПЛАЗМИД БАКТЕРИОФАГОМ RB49

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Т4-родственный бактериофаг RB49, способен осуществлять общую трансдукцию плазмид с относительно высокой частотой. За счет этого механизма бактерии могут приобретать возможности для адаптации к изменяющимся условиям среды и осваивать новые экологически ниши. Исследовано воздействие рН, температуры и облучения длинноволновым ультрафиолетовым светом (λ = 366 нм) на характеристики препарата фага RB49, содержащего трансдуцирующие частицы с плазмидной ДНК pTurboGFP-B и вирулентные частицы с собственной ДНК. Получены данные об изменениях титра вирулентных частиц и частоты трансдукции плазмиды pTurboGFP-B фагом RB49. После воздействия УФ-излучения в течение 2 ч частота трансдукции плазмиды pTurboGFP-B фагом RB49 выросла в ~3 раза. За 40 мин хранения препарата во льду также отмечался рост частоты трансдукции в несколько раз. На основе полученных экспериментальных данных можно сделать предположение, что трансдуцирующие частицы фага RB49 могут быть более устойчивы к действию длинноволнового УФ-излучения и воздействию температур, близких к 0°C, чем вирулентные, и обеспечивать процесс трансдукции более эффективно, чем при нормальных условиях. Схожие процессы могут происходить и в хорошо освещенных водоемах, в том числе холодных, в которых могут встречаться фаги, родственные RB49. Это может свидетельствовать о возможности более интенсивного горизонтального переноса генов в водных экотопах, чем предполагалось ранее.

Об авторах

А. Н Никулина

Институт биохимии и физиологии микроорганизмов им. Г.К. Скрябина РАН – обособленное подразделение ФИЦ «Пущинский научный центр биологических исследований Российской академии наук»

Email: a.karmanova@ibpm.ru
Пущино, Россия

Н. А Никулин

Институт биохимии и физиологии микроорганизмов им. Г.К. Скрябина РАН – обособленное подразделение ФИЦ «Пущинский научный центр биологических исследований Российской академии наук»

Пущино, Россия

А. А Зимин

Институт биохимии и физиологии микроорганизмов им. Г.К. Скрябина РАН – обособленное подразделение ФИЦ «Пущинский научный центр биологических исследований Российской академии наук»

Пущино, Россия

Список литературы

  1. Fernandez L., Gonzalez S., Quiles-Puchalt N., Gutierrez D., Penades J. R., Garcia P., and Rodriguez A. Lysogenization of Staphylococcus aureus RN450 by phages ϕ11 and ϕ80α leads to the activation of the SigB regulon. Sci. Rep., 8 (1), 12662 (2018). doi: 10.1038/s41598-018-31107-z
  2. Casjens S. Prophages and bacterial genomics: what have we learned so far? Mol. Microbiol., 49, 277–300 (2003). doi: 10.1046/j.1365-2958.2003.03580.x.
  3. Plunkett G. 3rd, Rose D. J., Durfee T. J., and Blattner F. R. Sequence of Shiga toxin 2 phage 933W from Escherichia coli O157:H7: Shiga toxin as a phage late-gene product. J. Bacteriol., 181 (6), 1767–1778 (1999). doi: 10.1128/JB.181.6.1767-1778.1999
  4. Howard-Varona C., Vik D. R., Solonenko N. E., Li Y. F., Gazitua M. C., Chittick L., Samiec J. K., Jensen A. E., Anderson P., Howard-Varona A., Kinkhabwala A. A., Abedon S. T., and Sullivan M. B. Fighting Fire with Fire: Phage Potential for the Treatment of E. coli O157 Infection. Antibiotics (Basel, Switzerland), 7 (4), 101 (2018). doi: 10.3390/antibiotics7040101
  5. Torres-Barcelo C. The disparate effects of bacteriophages on antibiotic-resistant bacteria. Emerg. Microbes Infect., 7 (1), 168 (2018). doi: 10.1038/s41426018-0169-z
  6. Varga M., Pantu Ček R., Ru Žičkova V., and Doškarˇ J. Molecular characterization of a new efficiently transducing bacteriophage identified in meticillin-resistant Staphylococcus aureus. J. Gen. Virol., 97 (1), 258–268 (2016). doi: 10.1099/jgv.0.000329
  7. Varga M., Kuntova L., Pantůček R., Mašlaňova I., Růžičkova V., and Doškař J. Efficient transfer of antibiotic resistance plasmids by transduction within methicillinresistant Staphylococcus aureus USA300 clone. FEMS Microbiol. Lett., 332 (2), 146-152 (2012). doi: 10.1111/j.1574-6968.2012.02589.x
  8. Chiang Y. N., Penades J. R., and Chen J. Genetic transduc-tion by phages and chromosomal islands: The new and noncanonical. PLoS Pathog., 15 (8) (2019). doi: 10.1371/journal.ppat.1007878
  9. Thierauf A., Perez G., and Maloy A. S. Generalized transduction. Methods Mol. Biol., 501, 267–286 (2009). doi: 10.1007/978-1-60327-164-6_23
  10. Humphrey S., Fillol-Salom A., Quiles-Puchalt N., Ibarra-Chavez R., Haag A. F., Chen J. and Penades J. R. Bacterial chromosomal mobility via lateral transduction exceeds that of classical mobile genetic elements. Nature Commun., 12 (1), 6509 (2021). doi: 10.1038/s41467-021-26004-5
  11. Fillol-Salom A., Bacigalupe R., Humphrey S., Chiang Y. N., Chen J., and Penades J. R. Lateral transduction is inherent to the life cycle of the archetypical Salmonella phage P22. Nature Commun., 12 (1), 6510 (2021). doi: 10.1038/s41467-021-26520-4
  12. Chiang Y. N., Penades J. R., and Chen J. Genetic transduction by phages and chromosomal islands: The new and noncanonical. PLoS Pathog., 15 (8) (2019). doi: 10.1371/journal.ppat.1007878
  13. Tanyashin V. I., Zimin A. A., Shlyapnikov M. G., and Boronin A. M. Transduction of Plasmid Antibiotic Resistance Determinants with PseudoT-Even Bacteriophages. Rus. J. Genet., 39, 761–772 (2003). doi: 10.1023/A:1024748903232
  14. Никулина А. Н., Зимин А. А. и Кощаев А. Г. Изучение влияния температуры на трансдукционную способность и литическую активность бактериофагов RB43 и RB49. Труды Кубанского гос. аграрного ун-та, 101, 283–292 (2022). doi: 10.21515/19991703-101-283-292
  15. Simmonds P., Adriaenssens E. M., Zerbini F. M., Abrescia N. G. A., Aiewsakun P., Alfenas-Zerbini P., Bao Y., Barylski J., Drosten Ch., Duffy S., DuprexW. P., Dutilh B. E., Elena S. F., Garcia M. L., Junglen S., Katzourakis A., Koonin E. V., Krupovic M., Kuhn J. H., Lambert A. J., Lefkowitz E. J., Łobocka M., Lood C., Mahony J., MeierKolthoff J. P., Mushegian A. R., Oksanen H. M., Poranen Minna M., Reyes-Munoz A., Robertson D. L., Roux S., Rubino L., Sabanadzovic S., Siddell S., SkernT., Smith D. B., Sullivan M. B., Suzuki N., Turner D., Van Doorslaer K., Vandamme A.-M., Varsani A., and Vasilakis N. Four principles to establish a universal virus taxonomy. PLoS Biol., 21 (2), e3001922 (2023). doi: 10.1371/journal.pbio.3001922
  16. Monod C., Repoila F., Kutateladze M., Tetart F., and Krisch, H. M. The genome of the pseudo T-even bacteriophages, a diverse group that resembles T4. J. Mol. Biol., 267 (2), 237–249 (1997). doi: 10.1006/jmbi.1996.0867
  17. Gao S., Zhang L., and Rao V. B. Exclusion of small terminase mediated DNA threading models for genome packaging in bacteriophage T4. Nucl. Acids Res., 44 (9), 4425–4439 (2016). doi: 10.1093/nar/gkw184
  18. Gao S. and Rao V. B. Specificity of interactions among the DNA-packaging machine components of T4-related bacteriophages. J. Biol. Chem., 286 (5), 3944–3956 (2011). doi: 10.1074/jbc.M110.196907
  19. Rao V.B., Fokine A., Fang Q., and Shao Q. Bacteriophage T4 head: structure, assembly, and genome packaging. Viruses, 15 (2), 527 (2023). doi: 10.3390/v15020527
  20. Takahashi H. and Saito H. Mechanism of pBR322 transduction mediated by cytosine-substituting T4 bacteriophage. Mol. Gen. Genet., 186 (4), 497–500 (1982). doi: 10.1007/BF00337955
  21. Wilson G. G., Young K. Y., Edlin G. J., and KonigsbergW. High-frequency generalised transduction by bacteriophage T4. Nature, 280 (5717), 80–82 (1979). doi: 10.1038/280080a0
  22. Kreuzer K. N. and Alberts B. M. Characterization of a defective phage system for the analysis of bacteriophage T4 DNA replication origins. J. Mol. Biol., 188 (2), 185–198 (1986). doi: 10.1016/0022-2836(86)90303-7
  23. Маниатис Т., Фрич Э. и Сэмбрук Дж. Молекулярное клонирование (Мир, М., 1984).
  24. Jofre J. and Muniesa M. Bacteriophage Isolation and Characterization: Phages of Escherichia coli. Methods Mol. Biol., 2075, 61–79 (2020). doi: 10.1007/978-14939-9877-7_4
  25. Majewska J., Miernikiewicz P., Szymczak A., Kaźmierczak Z., Goszczyński T. M., Owczarek B., Rybicka I., Ciekot J., and Dąbrowska K. Evolution of the T4 phage virion is driven by selection pressure from nonbacterial factors. Microbiol. Spectrum, 11 (5), e00115-23 (2023). doi: 10.1128/spectrum.00115-23
  26. Kejnovsky E., Nejedly K., and Kypr J. Factors influencing resistance of UV-irradiated DNA to the restriction endonuclease cleavage. Int. J. Biol. Macromol., 34 (3), 213–222 (2004). doi: 10.1016/j.ijbiomac.2004.04.004
  27. Nelson K. L., Boehm A. B., Davies-Colley R. J., Dodd M. C., Kohn T., Linden K. G., Liu Yu., Maraccini P. A., McNeill K., Mitch W. A., Nguyen Th. H., Parker K. M., Rodriguez R. A., Sassoubre L. M., Silverman A. I., Wigginton K. R., and Zepp R. G. Sunlightmediated inactivation of health-relevant microorganisms in water: a review of mechanisms and modeling approaches. Environ. Sci. Process Impacts, 20 (8), 1089–1122 (2018). doi: 10.1039/c8em00047f

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Российская академия наук, 2024