Воздействие нагрева и иссушения почвы на разложение и накопление органического вещества и почвенный микробиом

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Одним из наиболее информативных методов исследования воздействия изменений климата на продуктивность наземных экосистем является проведение манипуляционных экспериментов in situ. Альтернативой дорогостоящим и трудоемким манипуляционным экспериментам с нагревом и иссушением почвы являются мониторинговые исследования на пробных площадях вблизи факелов сжигания попутного газа. Цель исследования – определение влияния длительного нагрева и иссушения на кинетику разложения почвенного органического вещества (ПОВ), содержание углерода микробной биомассы и структуру почвенного микробного сообщества на мониторинговой площадке вблизи факелов сжигания попутного газа, расположенной в Ханты-Мансийском АО (Югра). Проведена оценка устойчивости ранее выявленного отклика ряда индексов микробной активности на нагрев и иссушение спустя 5 лет после предыдущих измерений. По мере приближения к факелу наблюдалась устойчивая тенденция к снижению содержания углерода микробной биомассы, водорастворимых форм биофильных элементов, а также активности базального дыхания. Однако ранее выявленный тренд к увеличению кинетической константы скорости разложения ПОВ (k1) и уменьшению относительного размера лабильного пула ПОВ (A1) при усилении стресса спустя 5 лет сменился на противоположный. Изменения в отклике A1 и k1 были связаны, по-видимому, с накоплением в почве устойчивых форм ПОВ и вкладом молодых сосен в продуктивность и активность ризодепозиции, что может свидетельствовать о процессе “старения” экосистемы. Сдвиги в структуре почвенного прокариотного сообщества при приближении к факелу проявлялись в увеличении относительного обилия засухоустойчивого класса Ktedonobacteria (филум Chloroflexi) и уменьшении численности филумов Acidobacteria, и архей Thaumarchaeota. В сообществе почвенных грибов при усилении стресса нагрева–иссушения наблюдался рост численности микромицетов класса Leotiomycetes (филум Ascomycota) и уменьшение представленности Agaricomycetes (филум Basidiomycota). Таким образом, длительное воздействие нагрева и иссушения почвы приводит к изменениям в составе почвенного микробиома и значительному сокращению микробной биомассы, лабильного ПОВ и скорости его разложения в почвах лесных экосистем.

Об авторах

И. В. Евдокимов

Институт физико-химических и биологических проблем почвоведения РАН

Email: ilyaevd@yahoo.com
ул. Институтская, 2, Пущино, Московская область, 142290 Россия

М. В. Семенов

Почвенный институт им. В.В. Докучаева

Email: ilyaevd@yahoo.com
Пыжевский пер., 7, стр. 2, Москва, 119017 Россия

С. С. Быховец

Институт физико-химических и биологических проблем почвоведения РАН

Email: ilyaevd@yahoo.com
ул. Институтская, 2, Пущино, Московская область, 142290 Россия

Д. М. Дударева

Институт физико-химических и биологических проблем почвоведения РАН

Email: ilyaevd@yahoo.com
ул. Институтская, 2, Пущино, Московская область, 142290 Россия

А. К. Квиткина

Институт физико-химических и биологических проблем почвоведения РАН

Email: ilyaevd@yahoo.com
ул. Институтская, 2, Пущино, Московская область, 142290 Россия

Г. С. Краснов

Институт молекулярной биологии им. В.А. Энгельгардта РАН

Email: ilyaevd@yahoo.com
ул. Вавилова, 32, Москва, 119991 Россия

И. А. Юсупов

Ботанический сад Уральского отделения РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: ilyaevd@yahoo.com
ул. 8 Марта, 202а, Екатеринбург 620144 Россия

Список литературы

  1. Благодатский С.А., Благодатская Е.В., Горбенко А.Ю., Паников Н.С. Регидратационный метод определения биомассы микроорганизмов в почве // Почвоведение. 1987. № 4. С. 64–71.
  2. Дударева Д.М., Квиткина А.К., Журавлева А.И., Юсупов И.А., Евдокимов И.В. Влияние факела попутного газа на почвенный покров через изменение активности почвенного микробного сообществ // Российский журнал прикладной экологии. 2019. № 1. С. 14–20.
  3. Евдокимов И.В., Юсупов И.А., Ларионова А.А., Быховец С.С., Глаголев М.В., Шавнин С.А. Тепловое воздействие факела попутного газа на биологическую активность почвы // Почвоведение. 2017. № 12. С. 1485–1493.
  4. Семенов В.М., Лебедева Т.Н., Зинякова Н.Б., Хромычкина Д.П., Соколов Д.А., Лопес Де Гереню В.О., Кравченко И.К., Ли Х., Семенов М.В. Зависимость разложения органического вещества почвы и растительных остатков от температуры и влажности в длительных инкубационных экспериментах // Почвоведение. 2022. № 7. С. 860–875.
  5. Шавнин С.А., Юсупов И.А., Артемьева Е.П., Голиков Д. Ю. Влияние повышения температуры среды на формирование наземной растительности вблизи газового факела // Лесной журнал. 2006. № 1. С. 21–28.
  6. Allison S.D., Treseder K.K. Warming and drying suppress microbial activity and carbon cycling in boreal forest soils // Global Change Biol. 2008. V. 14. P. 2898–2909.
  7. Anderson J.P.E., Domsch K.H. A physiological method for the quantitative measurement of microbial biomass in soils // Soil Biol. Biochem. 1978. V. 10. P. 215–221.
  8. Apprill A., McNally S., Parsons R., Weber L. Minor revision to V4 region SSU rRNA 806R gene primer greatly increases detection of SAR11 bacterioplankton // Aquatic Microbial Ecol. 2015. V. 75. P. 129–137.
  9. Bani A., Piolia S., Ventura M., Panzacchi P., Borruso L., Tognetti R., Tonona G., Brusetti L. The role of microbial community in the decomposition of leaf litter and deadwood // Appl. Soil Ecol. 2018. V. 126. P. 75–84.
  10. Birch H.F. The effect of soil drying on humus decomposition and nitrogen availability // Plant and Soil. 1958. V. 10. P. 9–31. https://doi.org/10.1007/BF01343734
  11. Bird J.A., Kleber M., Torn M.S. 13C and 15N stabilization dynamics in soil organic matter fractions during needle and fine root decomposition // Org. Geochem. 2008. V. 39. P. 465–477. https://doi.org/10.1016/j.orggeochem.2007.12.003
  12. Brookes P.C., Landman A., Pruden G., Jenkinson D.S. Chloroform fumigation and release of soil nitrogen: a rapid direct extraction method to measure microbial biomass nitrogen in soil // Soil Biol. Biochem. 1985. V. 17. P. 837–843.
  13. Callahan B.J., McMurdie P.J., Rosen M.J., Han A.W., Johnson A.J.A., Holmes S.P. DADA2: High-resolution sample inference from Illumina amplicon data // Nature Methods. 2016. V. 13. P. 581–583.
  14. Caporaso J.G., Lauber C.L., Walters W.A., Berg-Lyons D., Lozupone C.A., Turnbaugh P.J., Fierer N., Knight R. Global patterns of 16S rRNA diversity at a depth of millions of sequences per sample // Proceedings of the National Academy of Sciences. 2011. V. 108. Suppl. 1. P. 4516–4522
  15. Castro H.F., Classen A.T., Austin E.E., Norby R.J., Schadt C.W. Soil microbial community responses to multiple experimental climate change drivers // Appl. Environ. Microbiol. 2010. V. 76. P. 999–1007.
  16. Chen J., Luo Y., Xia J., Jiang L., Zhou X., Lu M., Liang J., Shi Z., Shelton S., Cao J. Stronger warming effects on microbial abundances in colder regions // Scientif. Rep. 2015. V. 5. P. 18032.
  17. d’Angelo E., Crutchfield J., Vandiviere M.J. Rapid, sensitive, microscale determination of phosphate in water and soil // Environ. Quality. 2001. V. 30. P. 2206–2209.
  18. Dmuchowski W., Baczewska-Dąbrowska A.H., Gworek B. Agronomy in the temperate zone and threats or mitigation from climate change: a review // Catena. 2022. V. 212. P. 106089.
  19. Fierer N., Schimel J.P., Holden P.A. Variations in microbial community composition through two soil depth profiles // Soil Biol. Biochem. 2003. V. 35. P. 167–176.
  20. Ihrmark K., Bödeker I. T., Cruz-Martinez K., Friberg H., Kubartova A., Schenck J., Strid Y., Stenlid J., Brandström-Durling M., Clemmensen K.E., Lindahl B.D. New primers to amplify the fungal ITS2 region–evaluation by 454-sequencing of artificial and natural communities // FEMS Microbiol. Ecol. 2012. V. 82. P. 666–677.
  21. Kaiser E.-A., Müller T., Joergensen R.G., Insam H., Heinemezer O. Evaluation of methods to estimate the soil microbial biomass and the relationship with soil texture and organic matter // Soil Biol. Biochem. 1992. V. 24. P. 675–683.
  22. Lear G., Dickie I., Banks J., Boyer S., Buckley H.L., Buckley T.R. et al. Methods for the extraction, storage, amplification and sequencing of DNA from environmental samples // New Zealand J. Ecology. 2018. V. 42. P. 10–50A.
  23. Liu D., Keiblinger K.M., Leitner S., Wegner U., Zimmermann M., Fuchs S., Lassek C., Riedel K., Zechmeister-Boltenstern S. Response of microbial communities and their metabolic functions to drying–rewetting stress in a temperate forest soil // Microorganisms. 2019. V. 7. P. 129.
  24. Ma L., Ju Z., Fang Y., Vancov T., Gao Q., Wu D., Zhang A., Wang Y., Hu C., Wu W., Du Z. Soil warming and nitrogen addition facilitates lignin and microbial residues accrual in temperate agroecosystems // Soil Biol. Biochem. 2022. V. 170. P. 108693.
  25. Martin M. Cutadapt removes adapter sequences from high-throughput sequencing reads // EMBnet J. 2011. V. 17. P. 10–12.
  26. Mathew M.D. Nuclear energy: A pathway towards mitigation of global warming // Progress in Nuclear Energy. 2022. V. 143. P. 104080.
  27. McFarlane K.J., Cusack D.F., Hedgpeth A.L., Finstad K.M., Dietterich L.H., Nottingham A.T. Experimental warming and drying increase older carbon contributions to soil respiration in lowland tropical forest // Nature Commun. 2024. V. 15. P. 7084.
  28. Murali A., Bhargava A., Wright E.S. IDTAXA: a novel approach for accurate taxonomic classification of microbiome sequences // Microbiome. 2018. V. 6. P. 1–14. https://doi.org/10.1186/s40168-018-0521-5
  29. Ning D., Yuan M., Wu L., Zhang Y., Guo X., Zhou X., Yang Y., Arkin A.P., Firestone M.K., Zhou J. A quantitative framework reveals ecological drivers of grassland microbial community assembly in response to warming // Nature Commun. 2020. V. 11. P. 4717.
  30. Ochoa-Hueso R., Collins, S.L., Delgado-Baquerizo M., Hamonts K., Pockman W.T., Sinsabaugh R.L., Smith M.D., Knapp A.K., Power S.A. Drought consistently alters the composition of soil fungal and bacterial communities in grasslands from two continents // Global Change Biol. 2018. V. 24. P. 2818–827.
  31. Qu Q., Wang Z., Gan Q., Liu R., Xu H. Impact of drought on soil microbial biomass and extracellular enzyme activity // Frontiers Plant Sci. 2023. V. 14. P. 1221288. https://doi.org/10.3389/fpls.2023.1221288
  32. Quast C., Pruesse E., Yilmaz P., Gerken J., Schweer T., Yarza P., Peplies J., Glöckner F.O. The SILVA ribosomal RNA gene database project: improved data processing and web-based tools // Nucleic Acids Res. 2012. V. 41. P. 590–596.
  33. Prăvălie R. Major perturbations in the Earth’s forest ecosystems. Possible implications for global warming // Earth Sci. Rev. 2018. V. 185. P. 544–571.
  34. Sardans J., Rivas-Ubach A., Penuelas J. The C : N : P stoichiometry of organisms and ecosystems in a changing world: a review and perspectives // Perspectives in Plant Ecology, Evolution and Systematics. 2012. V. 14. P. 33–47.
  35. Sasaki T., Nambu M., Iwachido Y., Yoshihara Y., Batdelger G., Kinugasa T. Responses of plant productivity and carbon fluxes to short-term experimental manipulations of climate change and species loss in a Mongolian grassland // J. Arid Environ. 2022. V. 198. P. 104690.
  36. Sheik C.S., Beasley W.H., Elshahed M.S., Zhou X., Luo Y., Krumholz L.R. Effect of warming and drought on grassland microbial communities // The ISME J. 2011. V. 5. P. 1692–1700.
  37. Soltanieh M., Zohrabian A., Gholipour M.J., Kalnay E. A review of global gas flaring and venting and impact on the environment: Case study of Iran // Int. J. Greenhouse Gas Control. 2016. V. 49. P. 488–509.
  38. Sowerby A., Emmett B., Beier C., Tietema A., Peñuelas J., Estiarte M., Van Meeteren M.J.M., Hughes S., Freeman C. Microbial community changes in heathland soil communities along a geographical gradient: interaction with climate change manipulations // Soil Biol. Biochem. 2005. V. 37. P. 1805–1813.
  39. Uhlířová E., Elhottová D., Tříska J., Šantrůčková H. Physiology and microbial community structure in soil at extreme water content // Folia Microbiologica. 2005. V. 50. P. 161–166.
  40. UNITE Community Full UNITE+INSD Dataset for Fungi UNITE Community 2019. 18.11.2018.
  41. Vance E.D., Brookes P.C., Jenkinson D.S. An extraction method for measuring soil microbial biomass C // Soil Biol. Biochem. 1987. V. 19. P. 703–707.
  42. Wani O., Kumar S., Hussain N., Wani A.I.A., Babu S., Alam P., Rashid M., Popescu S.M., Mansoor S. Multi-scale processes influencing global carbon storage and land-carbon-climate nexus: A critical review // Pedosphere. 2022. V. 32. P. 250–267. https://doi.org/10.1016/j.pedsph.2022.07.002
  43. Xu H., Huang L., Chen J., Zhou H., Wan Y., Qu Q., Wang M., Xue S. Changes in soil microbial activity and their linkages with soil carbon under global warming // Catena. 2023. V. 232. P. 107419.
  44. Xu H., Huang L., Wang S. Effects of Warming on Change Rate of Soil Organic Carbon Content in Forest Soils // Forests. 2025. V. 16. P. 59. https://doi.org/10.3390/f16010059
  45. Xu X., Thornton P.E., Post W.M. A global analysis of soil microbial biomass carbon, nitrogen and phosphorus in terrestrial ecosystems // Global Ecol. Biogeog. 2013. V. 22. P. 737–749.
  46. Yevdokimov I., Larionova A., Blagodatskaya E. Microbial immobilisation of phosphorus in soils exposed to drying-rewetting and freeze-thawing cycle // Biol. Ferti. Soils. 2016. V. 52. P. 685–696. https://doi.org/10.1007/s00374-016-1112-x
  47. Zhao J., Xie X., Jiang Y., Li J., Fu Q., Qiu Y., Fu X., Yao Z., Dai Z., Qiu Y. et al. Effects of simulated warming on soil microbial community diversity and composition across diverse ecosystems // Sci. Total Environ. 2024. V. 911. P. 168793.
  48. Zhou Z., Wang C., Luo Y. Meta-analysis of the impacts of global change factors on soil microbial diversity and functionality // Nature Commun. 2020. V. 11. P. 3072.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Российская академия наук, 2025