Хлорноватистая кислота – потенциальный вторичный мессенджер в процессе развития респираторного взрыва нейтрофилов

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Хлорноватистая кислота и гипохлорит-ионы (HOCl/OCl–) образуются в галогенирующем цикле миелопероксидазы, локализованной преимущественно в нейтрофилах, и играют первостепенную роль в антимикробной защите. В работе представлены результаты исследования влияния экзогенных HOCl/OCl– в микромолярных концентрациях на механизмы формирования респираторного взрыва стимулированными к фагоцитозу нейтрофилами. Показано, что этот окислитель способен оказывать стимулирующее действие на функциональную активность нейтрофилов, что выражается в увеличении выхода активных форм кислорода и хлора (АФКХ) и секреторной дегрануляции клеток. Усиление респираторного взрыва связано с активацией НАДФН-оксидазы, ФИ-3К, MAP-киназ ERK1/2 и уменьшением вклада внутриклеточной миелопероксидазы в продукцию АФКХ нейтрофилами. Установлено, что HOCl/OCl– в исследуемых концентрациях способны ингибировать активность миелопероксидазы. Сделано предположение, что хлорноватистую кислоту следует рассматривать в качестве нового потенциального вторичного мессенджера, регулирующего функции нейтрофилов.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Г. Н. Семенкова

Белорусский государственный медицинский университет

Email: n.amaegberi@gmail.com
Белоруссия, Минск, 220083

И. И. Жолнеревич

Белорусский государственный университет

Email: n.amaegberi@gmail.com
Белоруссия, Минск, 220030

М. А. Мурина

Федеральный научно-клинический центр физико-химической медицины имени академика Ю.М. Лопухина Федерального медико-биологического агентства

Email: n.amaegberi@gmail.com
Россия, Москва, 119435

Н. В. Амаэгбери

Белорусский государственный университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: n.amaegberi@gmail.com
Белоруссия, Минск, 220030

Д. И. Рощупкин

Российский национальный исследовательский медицинский университет им. Н.И. Пирогова

Email: n.amaegberi@gmail.com
Россия, Москва, 117513

Список литературы

  1. Мурина М.А., Сергиенко В.И., Рощупкин Д.И. 1989. Прямое и косвенное противоагрегационное действие гипохлорита натрия на обогащенную тромбоцитами плазму крови. Бюл. экспер. биол. мед. Т. 107. № 12. С. 702. (Murina M.A., Sergienko V.I., Roshchupkin D.I. 1989. Direct and indirect antiaggregatory effect of sodium hypochlorite on platelet-rich blood plasma. Bull. Exp. Biol. Med. V. 107. No. 12. 2008. P. 702.)
  2. Мурина М.А., Рощупкин Д.И., Белакина Н.С., Филиппов С.В., Халилов Э.М. 2005. Усиленная люминолом хемилюминесценция стимулированных полиморфноядерных лейкоцитов: тушение тиолами. Биофизика. Т. 50. № 6. 1100. (Murina M.A., Roshchupkin D.I., Belakina N.S., Filippov S.V., Khalilov E.M. 2005. Luminol-enhanced chemiluminescence of stimulated polymorphonuclear leukocytes: quenching by thiols. Biophysics. V. 50. No. 6. P. 1100.)
  3. Рощупкин Д.И., Белакина Н.С., Мурина М.А. 2006. Усиленная люминолом хемилюминесценция полиморфноядерных лейкоцитов кролика: природа оксидантов, непосредственно вызывающих окисление люминола. Биофизика. Т. 51. № 1. С. 99. (Roshchupkin D.I., Belakina N.S., Murina M.A. 2006. Luminol-enhanced chemiluminescence of rabbit polymorphonuclear leukocytes: the nature of oxidants directly responsible for luminol oxidation, Biofizika. V. 51. No. 1. P. 99.)
  4. Семенкова Г.Н., Квачева З.Б., Жолнеревич И.И., Амаэгбери Н.В., Пинчук С.В. 2024. Гипохлорит-индуцированная модификация свойств астроцитов. Новости медико-биологических наук. Т. 24. № 1. С. 74. (Semenkova G.N., Kvacheva Z.B., Zholnerevich I.I., Amaegberi N.V., Pinchuk S.V. 2024. Hypochlorite-induced modification of astrocyte properties. News of medical and biological sciences. V. 24. No. 1. P. 74.)
  5. Ткачук В.А., Тюрин-Кузьмин П.А., Белоусов В.В., Воротников А.В. 2012. Пероксид водорода как новый вторичный посредник. Биологические мембраны. Т. 29. № 1–2. С. 21. (Tkachuk, V.A., Tyurin-Kuzmin P.A., Belousov V.V., Vorotnikov A.V. 2012. Hydrogen peroxide as a new secondary messenger. Biological membranes. V. 29. No. 1–2. P. 21.)
  6. Andrés C.M.C., Pérez de la Lastra J.M., Juan C.A., Plou F.J., Pérez-Lebeña E. 2022. Hypochlorous acid chemistry in mammalian cells-influence on infection and role in various pathologies. Int. J. Mol. V. 23. Art. ID 10735.
  7. Arnhold J., Malle E. 2022. Halogenation activity of mammalian heme peroxidases. Antioxidants. V. 11. P. 890.
  8. Bauer G. 2018. HOCl and the control of oncogenesis. J. Inorg. Biochem. V. 179. P. 10.
  9. Böyum A. 1976. Isolation of lymphocytes, granulocytes and macrophages. Scand. J. Immunol. V. 5. P. 9.
  10. Fernandes R.M. da Silva N.P., Sato E.I. 2012. Increased myeloperoxidase plasma levels in rheumatoid arthritis. Rheumatol. Int. V. 32. P. 1605.
  11. Fichman Y., Rowland L., Nguyen T.T., Chen S.-J., Mittler R. 2024. Propagation of a rapid cell-to-cell H2O2 signal over long distances in a monolayer of cardiomyocyte cells. Redox Biol. V. 70. Art. ID 103069.
  12. Folkes L.K., Candeias L.P., Wardman P. 1995. Kinetics and mechanisms of hypochlorous acid reactions. Arch. Biochem. Biophys. V. 323. P.120.
  13. Fu X., Kao J.L., Bergt C., Kassim S.Y., Huq N.P., d’Avignon A., Parks W.C., Mecham R.P., Heinecke J.W. 2004. Oxidative cross-linking of tryptophan to glycine restrains matrix metalloproteinase activity: specific structural motifs control protein oxidation. J. Biol. Chem. V. 279. P. 6209.
  14. Gamaley I.A., Kirpichnikova K.M., Klyubin I.V. 1994. Activation of murine macrophages by hydrogen peroxide. Cell Signal. V. 6. P. 949.
  15. Hampton M.B., Kettle A.J., Winterbourn C.C. 1998. Inside the neutrophil phagosome: oxidants, myeloperoxidase, and bacterial killing. Blood. V. 92. P. 3007.
  16. Hirsch E., Katanaev V.L., Garlanda C., Azzolino O., Pirola L., Silengo L., Sozzani S., Mantovani A., Altruda F., Wymann M.P. 2000. Central role for G protein-coupled phosphoinositide 3-Kinase γ in inflammation. Science. V. 287. P. 1049.
  17. Hu N., Qiu Y., Dong F. 2015. Role of Erk1/2 signaling in the regulation of neutrophil versus monocyte development in response to G-CSF and M-CSF. J. Biol. Chem. V. 290. P. 24561.
  18. Kato F., Tanaka M., Nakamura K. 1999. Rapid fluorometric assay for cell viability and cell growth using nucleic acid staining and cell lysis agents. Toxicol. in Vitro. V. 13. P. 923.
  19. Kettle A.J., Winterbourn C.C. 1994. Assays for the chlorination activity of myeloperoxidase. Methods Enzymol. V. 233. P. 502.
  20. Kulahava T.A., Semenkova G.N., Kvacheva Z.B., Cherenkevich S.N. 2007. Regulation of morphological and functional properties of astrocytes by hydrogen peroxide. Cell Tissue Biol. V. 1. Р. 8.
  21. Kuznetsova T., Kulahava T., Zholnerevich I., Amaegberi N., Semenkova G., Shadyro O., Arnhold J. 2017. Morphometric characteristics of neutrophils stimulated by adhesion and hypochlorite. Mol. Immunol. V. 87. P. 317.
  22. Lacy P. 2006. Mechanisms of degranulation in neutrophils. Allergy Asthma Clin. Immunol. V. 2. P. 98.
  23. Leopold J., Schiller J. 2024. (Chemical) Roles of HOCl in rheumatic diseases. Antioxidants (Basel). V. 13. P. 921.
  24. Morris J.C. 1966. The acid ionization constant of HOCl from 5 to 35. J. Phys. Chem. V. 70. № 12. P. 3798.
  25. Ndrepepa G. 2019. Myeloperoxidase – A bridge linking inflammation and oxidative stress with cardiovascular disease. Clin. Chim. Acta. V. 493. P. 36.
  26. Paclet M.-H., Laurans S., Dupré-Crochet S. 2022. Regulation of neutrophil NADPH oxidase, NOX2: a crucial effector in neutrophil phenotype and function. Cell Dev. Biol. V. 10. Art. ID 945749.
  27. Panasenko, O.M. Vakhrusheva T., Tretyakov V., Spalteholz H., Arnhold J. 2007. Influence of chloride on modification of unsaturated phosphatidylcholines by the myeloperoxidase/hydrogen peroxide/bromide system. Chem. Phys. Lipids. V. 149. P. 40.
  28. Pravalika K., Sarmah D., Kaur H., Wanve M., Saraf J., Kalia K., Borah A., Yavagal D.R., Dave K.R., Bhattacharya P. 2018. Myeloperoxidase and neurological disorder: a crosstalk. ACS Chem. Neurosci. V. 9. P. 421.
  29. Prütz W.A. 1996. Hypochlorous acid interactions with thiols, nucleotides, DNA, and other biological substrates. Arch. Biochem. Biophys. V. 332. P. 110.
  30. Pulli B., Ali M., Forghani R., Schob S., Hsieh K.L.C., Wojtkiewicz G., Linnoila J.J., Chen J.W. 2013. Measuring myeloperoxidase activity in biological samples. PLoS ONE. V. 8. Art. ID e67976.
  31. Ray R.S., Katyal A. 2016. Myeloperoxidase: bridging the gap in neurodegeneration. Neurosci. Biobehav. Rev. V. 68. P. 611.
  32. Schoonbroodt S., Legrand-Poels S., Best-Belpomme M., Piette J. 1997. Activation of the NF-κB transcription factor in a T-lymphocytic cell line by hypochlorous acid. Biochem. J. V. 321. P. 777.
  33. Shugar D. 1952. The measurement of lysozyme activity and the ultra-violet inactivation of lysozyme. Biochim. Biophys. Acta. V. 8. P. 302.
  34. Sies H. 2017. Hydrogen peroxide as a central redox signaling molecule in physiological oxidative stress: oxidative eustress. Redox Biol. V. 11. P. 613.
  35. Teng N., Maghzal G.J., Talib J., Rashid I., Lau A.K., Stocker R. 2017. The roles of myeloperoxidase in coronary artery disease and its potential implication in plaque rupture. Redox Rep. V. 22. P. 51.
  36. Ulfig A., Leichert L.I. 2021. The effects of neutrophil-generated hypochlorous acid and other hypohalous acids on host and pathogens. Cell. Mol. Life Sci. V. 78. P. 385.
  37. Vile G.F., Rothwell L.A., Kettle A.J. 1998. Hypochlorous acid activates the tumor suppressor protein p53 in cultured human skin fibroblasts. Arch. Biochem. Biophys. V. 359. P. 51.
  38. Wang Y., Chuan C.Y., Hawkins C.L., Davies M.J. 2022. Activation and inhibition of human matrix metalloproteinase-9 (MMP9) by HOCl, myeloperoxidase and chloramines. Antioxidants. V. 11. P. 1616.
  39. Weiss S.J. 1989. Tissue destruction by neutrophils. N. Engl. J. Med. V. 320. P. 365.
  40. Winter J., Ilbert M., Graf P.C.F., Ozcelik D., Jakob U. 2008. Bleach activates a redox-regulated chaperone by oxidative protein unfolding. Cell. V. 135. P. 691.
  41. Zeng M.Y., Miralda I., Armstrong C.L., Uriarte S.M., Bagaitkar J. 2019. The roles of NADPH oxidase in modulating neutrophil effector responses. Mol. Oral. Microbiol. V. 34. P. 27.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Кинетические кривые интенсивности люминол-зависимой хемилюминесценции (ХЛ) нейтрофилов кролика, стимулированных ФМА в контроле (1) и при действии гипохлорита натрия (2–5) соответственно в конечных концентрациях 1, 10, 20 и 40 мкМ. ФМА (5 мкг/мл) вводили в суспензию нейтрофилов (106 клеток в 1 мл) сразу после люминола (20 мкМ). Время предварительного инкубирования клеток с гипохлоритом натрия 5 мин. Iн, (%) – нормированная интенсивность ХЛ: в контроле (1) в максимуме интенсивность свечения принята за 100%. Представлены усредненные зависимости интенсивности ХЛ по данным 10 независимых экспериментов; разброс данных представлен среднеквадратичной ошибкой средней величины.

Скачать (34KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Зависимость суммарной интенсивности люминол-зависимой хемилюминесценции (ХЛ) нейтрофилов человека, стимулированных латексом и адгезией (а), а также fMLP и LPS (б), от концентрации NaOCl. Интегральная интенсивность ХЛ клеток в присутствии (ΣIХЛ) и в отсутствие (ΣIХЛО) NaOCl измерена в течение 10 мин с момента добавления люминола. Концентрация fMLP – 0.1 мкМ, LPS – 25 мкг/мл. Время предварительного инкубирования нейтрофилов с NaOCl 10 мин. Результаты представлены как средние значения и их стандартные отклонения.

Скачать (34KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Зависимость максимальной интенсивности хемилюминесценции (Imax) от концентрации гипохлорита натрия (NaOCl) в реакции окисления им люминола. Результаты представлены как средние значения и их стандартные отклонения.

Скачать (23KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Влияние ингибиторов ферментов на степень ингибирования люминол-зависимой ХЛ нейтрофилов крови человека в присутствии (светлые столбики) и в отсутствие (темные столбики) NaOCl (15 мкМ). Клетки стимулировали адгезией к поверхности стекла. Время предварительного инкубирования нейтрофилов с NaOCl – 30 мин, время регистрации ХЛ – 10 мин; температура – 37 °С, рН 7.4. Показаны ингибиторы: НАДФН-оксидазы (DPI, 1 мкМ); миелопероксидазы (АВАН, 50 мкМ); фосфатидилинозитол-3-киназы (LY-294002, 3.5 мкМ) и МАР-киназы ERK1/2 (PD-98059, 25 мкМ). По вертикали указана степень ингибирования ХЛ ((ΣI0 – ΣIi) / ΣI0) · 100%), где ΣI0 и ΣIi – суммарная интенсивность свечения клеток в отсутствие и в присутствии ингибитора соответственно. Результаты представлены как средние значения и их стандартные отклонения.

Скачать (49KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Влияние гипохлорита натрия на секрецию лизоцима из нейтрофилов крови человека. Время инкубирования клеток с NaOCl – 15 мин. Секрецию лизоцима оценивали по скорости лизиса клеточных стенок бактерий Micrococcus lysodeikticus. Результаты представлены как средние значения и их стандартные отклонения.

Скачать (16KB)
Метаданные
7. Рис. 6. Активность МПО под действием гипохлорита натрия. Время предварительного инкубирования NaOCl/АВАН с МПО – 10 мин. Концентрация АВАН – 1 мкМ. Результаты представлены как средние значения и их стандартные отклонения.

Скачать (14KB)
Метаданные
8. Рис. 7. Действие восстановленного глутатиона (GSH) на усиленную гипохлоритом хемилюминесценцию люминола в суспензии нейтрофилов крови кролика. Кривая 1 – контроль (к нейтрофилам добавлен люминол и ФМА); 2 – GSH (0.2 мМ) введен в суспензию нейтрофилов до ФМА; 3 – NaOCl (5 мкМ) введен в суспензию нейтрофилов за 3 мин до ФМА; 4 – NaOCl (5 мкМ) введен в суспензию нейтрофилов за 3 мин до GSH (0.2 мМ) и ФМА. Iн, – нормированная к контролю (100% в максимуме) интенсивность ХЛ. Представлены усредненные зависимости интенсивности ХЛ по данным пяти независимых опытов; разброс данных представлен среднеквадратичной ошибкой средней величины.

Скачать (49KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024