Нокаут генов Hsp70 модулирует возрастные изменения транскриптома в мышцах ног, снижает скорость локомоций и продолжительность жизни Drosophila melanogaster

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Изучено влияние нокаута шести генов семейства Hsp70 (ортологи генов млекопитающих Hspa1a, Hspa1b, Hspa2 и Hspa8) на возрастные изменения экспрессии генов в ногах Drosophila melanogaster, содержащих преимущественно пучки скелетных мышц. С этой целью определен транскриптомный профиль скелетных мышц ног самцов контрольной линии w1118 и линии Hsp70– на 7-, 23- и 47-е сутки жизни. У мух w1118 возрастное снижение скорости локомоций в тесте на отрицательный геотаксис (маркер функционального состояния и выносливости) сопровождалось выраженным изменением транскриптомного профиля скелетных мышц ног, носящим консервативный характер. У мух Hsp70– медианная продолжительность жизни была меньше, а скорость локомоций значительно ниже, чем у контрольных мух; одновременно наблюдались комплексные изменения возрастной динамики транскриптома скелетных мышц. Количественный масс-спектрометрический анализ протеома выявил разнонаправленные изменения в содержании ключевых ферментов метаболизма глюкозы и окисления жиров (гликолиз, пентозофосфатный путь, цикл Кребса, бета-окисление и окислительное фосфорилирование) у 47-суточных мух Hsp70–относительно w1118. Такая дисрегуляция может быть связана с компенсаторным увеличением экспрессии других генов, кодирующих шапероны (малые Hsp, Hsp40, 60 и 70), которые регулируют специфичные наборы белков-мишеней. Совокупность полученных нами данных показывает, что нокаут шести генов Hsp70 несколько уменьшает медианную продолжительность жизни мух, но выраженно снижает скорость их локомоций, что может быть связано с комплексными изменениями транскриптома скелетных мышц ног и с разнонаправленными изменениями в содержании ключевых ферментов энергетического метаболизма.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

И. В. Кукушкина

Институт медико-биологических проблем Российской академии наук; Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова

Email: danil-popov@yandex.ru

Биологический факультет, Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова

Россия, Москва, 123007; Москва, 119234

П. А. Махновский

Институт медико-биологических проблем Российской академии наук

Email: danil-popov@yandex.ru
Россия, Москва, 123007

В. Г. Згода

Научно-исследовательский институт биомедицинской химии им. В.Н. Ореховича, Россия

Email: danil-popov@yandex.ru
Россия, Москва, 119121

Н. С. Курочкина

Институт медико-биологических проблем Российской академии наук

Email: danil-popov@yandex.ru
Россия, Москва, 123007

Д. В. Попов

Институт медико-биологических проблем Российской академии наук

Автор, ответственный за переписку.
Email: danil-popov@yandex.ru
Россия, Москва, 123007

Список литературы

  1. Furrer R., Handschin C. (2023) Drugs, clocks and exercise in ageing: hype and hope, fact and fiction. J. Physiol. 601, 2057–2068.
  2. Karakelides H., Irving B.A., Short K.R., O’Brien P., Nair K.S. (2010) Age, obesity, and sex effects on insulin sensitivity and skeletal muscle mitochondrial function. Diabetes. 59, 89–97.
  3. Cervenka I., Agudelo L.Z., Ruas J.L. (2017) Kynurenines: tryptophan’s metabolites in exercise, inflammation, and mental health. Science. 357, eaaf9794.
  4. Demontis F., Piccirillo R., Goldberg A.L., Perrimon N. (2013) The influence of skeletal muscle on systemic aging and lifespan. Aging Cell. 12, 943–949.
  5. Pedersen B.K., Febbraio M.A. (2012) Muscles, exercise and obesity: skeletal muscle as a secretory organ. Nat. Rev. Endocrinol. 8, 457–465.
  6. Pedersen B.K., Saltin B. (2015) Exercise as medicine – evidence for prescribing exercise as therapy in 26 different chronic diseases. Scand. J. Med. Sci. Sports. 25(Suppl 3), 1–72.
  7. Lopez-Otin C., Blasco M.A., Partridge L., Serrano M., Kroemer G. (2023) Hallmarks of aging: аn expanding universe. Cell. 186, 243–278.
  8. Brocchieri L., Conway de Macario E., Macario A.J. (2008) HSP70 genes in the human genome: сonservation and differentiation patterns predict a wide array of overlapping and specialized functions. BMC Evol. Biol. 8, 19.
  9. Rosenzweig R., Nillegoda N.B., Mayer M.P., Bukau B. (2019) The Hsp70 chaperone network. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 20, 665–680.
  10. Pfanner N., Warscheid B., Wiedemann N. (2019) Mitochondrial proteins: from biogenesis to functional networks. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 20, 267–284.
  11. Senf S.M. (2013) Skeletal muscle heat shock protein 70: diverse functions and therapeutic potential for wasting disorders. Front. Physiol. 4, 330.
  12. Henstridge D.C., Bruce C.R., Drew B.G., Tory K., Kolonics A., Estevez E., Chung J., Watson N., Gardner T., Lee-Young R.S., Connor T., Watt M.J., Carpenter K., Hargreaves M., McGee S.L., Hevener A.L., Febbraio M.A. (2014) Activating HSP72 in rodent skeletal muscle increases mitochondrial number and oxidative capacity and decreases insulin resistance. Diabetes. 63, 1881–1894.
  13. Chung J., Nguyen A.K., Henstridge D.C., Holmes A.G., Chan M.H., Mesa J.L., Lancaster G.I., Southgate R.J., Bruce C.R., Duffy S.J., Horvath I., Mestril R., Watt M.J., Hooper P.L., Kingwell B.A., Vigh L., Hevener A., Febbraio M.A. (2008) HSP72 protects against obesity-induced insulin resistance. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 105, 1739–1744.
  14. Chichester L., Wylie A.T., Craft S., Kavanagh K. (2015) Muscle heat shock protein 70 predicts insulin resistance with aging. J. Gerontol. A Biol. Sci. Med. Sci. 70, 155–162.
  15. Silverstein M.G., Ordanes D., Wylie A.T., Files D.C., Milligan C., Presley T.D., Kavanagh K. (2015) Inducing muscle heat shock protein 70 improves insulin sensitivity and muscular performance in aged mice. J. Gerontol. A Biol. Sci. Med. Sci. 70, 800–808.
  16. McArdle A., Dillmann W.H., Mestril R., Faulkner J.A., Jackson M.J. (2004) Overexpression of HSP70 in mouse skeletal muscle protects against muscle damage and age-related muscle dysfunction. FASEB J. 18, 355–357.
  17. Soler C., Daczewska M., Da Ponte J.P., Dastugue B., Jagla K. (2004) Coordinated development of muscles and tendons of the Drosophila leg. Development. 131, 6041–6051.
  18. Sujkowski A., Wessells R. (2018) Using Drosophila to understand biochemical and behavioral responses to exercise. Exerc. Sport. Sci. Rev. 46, 112–120.
  19. Sujkowski A., Ramesh D., Brockmann A., Wessells R. (2017) Octopamine drives endurance exercise adaptations in Drosophila. Cell Rep. 21, 1809–1823.
  20. Gong W.J., Golic K.G. (2004) Genomic deletions of the Drosophila melanogaster Hsp70 genes. Genetics. 168, 1467–1476.
  21. Han S.K., Lee D., Lee H., Kim D., Son H.G., Yang J.S., Lee S.V., Kim S. (2016) OASIS 2: online application for survival analysis 2 with features for the analysis of maximal lifespan and healthspan in aging research. Oncotarget. 7, 56147–56152.
  22. Mendez S., Watanabe L., Hill R., Owens M., Moraczewski J., Rowe G.C., Riddle N.C., Reed L.K. (2016) The TreadWheel: a novel apparatus to measure genetic variation in response to gently induced exercise for Drosophila. PLoS One. 11, e0164706.
  23. Spierer A.N., Yoon D., Zhu C.T., Rand D.M. (2021) FreeClimber: automated quantification of climbing performance in Drosophila. J. Exp. Biol. 224, jeb229377.
  24. Popov D.V., Makhnovskii P.A., Shagimardanova E.I., Gazizova G.R., Lysenko E.A., Gusev O.A., Vinogradova O.L. (2019) Contractile activity-specific transcriptome response to acute endurance exercise and training in human skeletal muscle. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 316, e605–e614.
  25. Wisniewski J.R., Zougman A., Nagaraj N., Mann M. (2009) Universal sample preparation method for proteome analysis. Nat. Methods. 6, 359–362.
  26. Popov D.V., Makhnovskii P.A., Zgoda V.G., Gazizova G.R., Vepkhvadze T.F., Lednev E.M., Motanova E.S., Lysenko E.A., Orlov O.I., Tomilovskaya E.S. (2023) Rapid changes in transcriptomic profile and mitochondrial function in human soleus muscle after 3-day dry immersion. J. Appl. Physiol. (1985). 134, 1256–1264.
  27. Yu S.H., Kyriakidou P., Cox J. (2020) Isobaric matching between runs and novel PSM-level normalization in MaxQuant strongly improve reporter ion-based quantification. J. Proteome Res. 19, 3945–3954.
  28. Shilova V.Y., Zatsepina O.G., Garbuz D.G., Funikov S.Y., Zelentsova E.S., Schostak N.G., Kulikov A.M., Evgen’ev M.B. (2018) Heat shock protein 70 from a thermotolerant Diptera species provides higher thermoresistance to Drosophila larvae than correspondent endogenous gene. Insect. Mol. Biol. 27, 61–72.
  29. Xiao C., Hull D., Qiu S., Yeung J., Zheng J., Barwell T., Robertson R.M., Seroude L. (2019) Expression of heat shock protein 70 is insufficient to extend Drosophila melanogaster longevity. G3 (Bethesda). 9, 4197–4207.
  30. Campisi J., Kapahi P., Lithgow G.J., Melov S., Newman J.C., Verdin E. (2019) From discoveries in ageing research to therapeutics for healthy ageing. Nature. 571, 183–192.
  31. Goh J., Wong E., Soh J., Maier A.B., Kennedy B.K. (2023) Targeting the molecular & cellular pillars of human aging with exercise. FEBS J. 290, 649–668.
  32. Bisset E.S., Heinze-Milne S., Grandy S.A., Howlett S.E. (2022) Aerobic exercise attenuates frailty in aging male and female C57Bl/6 mice and effects systemic cytokines differentially by sex. J. Gerontol. A Biol. Sci. Med. Sci. 77, 41–46.
  33. Garcia-Valles R., Gomez-Cabrera M.C., Rodriguez-Manas L., Garcia-Garcia F.J., Diaz A., Noguera I., Olaso-Gonzalez G., Vina J. (2013) Life-long spontaneous exercise does not prolong lifespan but improves health span in mice. Longev. Healthspan. 2, 14.
  34. Wen D.T., Zheng L., Ni L., Wang H., Feng Y., Zhang M. (2016) The expression of CG9940 affects the adaptation of cardiac function, mobility, and lifespan to exercise in aging Drosophila. Exp. Gerontol. 83, 6–14.
  35. Wen D.T., Wang W.Q., Hou W.Q., Cai S.X., Zhai S.S. (2020) Endurance exercise protects aging Drosophila from high-salt diet (HSD)-induced climbing capacity decline and lifespan decrease by enhancing antioxidant capacity. Biol. Open. 9, bio045260.
  36. Li Q.F., Wang H., Zheng L., Yang F., Li H.Z., Li J.X., Cheng D., Lu K., Liu Y. (2019) Effects of modest hypoxia and exercise on cardiac function, sleep-activity, negative geotaxis behavior of aged female Drosophila. Front Physiol. 10, 1610.
  37. Ebanks B., Wang Y., Katyal G., Sargent C., Ingram T.L., Bowman A., Moisoi N., Chakrabarti L. (2021) Exercising D. melanogaster modulates the mitochondrial proteome and physiology. The effect on lifespan depends upon age and sex. Int. J. Mol. Sci. 22, 11606.
  38. Piazza N., Gosangi B., Devilla S., Arking R., Wessells R. (2009) Exercise-training in young Drosophila melanogaster reduces age-related decline in mobility and cardiac performance. PLoS One. 4, e5886.
  39. Sujkowski A., Bazzell B., Carpenter K., Arking R., Wessells R.J. (2015) Endurance exercise and selective breeding for longevity extend Drosophila health span by overlapping mechanisms. Aging (Albany NY). 7, 535–552.
  40. Demontis F., Piccirillo R., Goldberg A.L., Perrimon N. (2013) Mechanisms of skeletal muscle aging: insights from Drosophila and mammalian models. Dis. Model. Mech. 6, 1339–1352.
  41. Hunt L.C., Jiao J., Wang Y.D., Finkelstein D., Rao D., Curley M., Robles-Murguia M., Shirinifard A., Pagala V.R., Peng J., Fan Y., Demontis F. (2019) Circadian gene variants and the skeletal muscle circadian clock contribute to the evolutionary divergence in longevity across Drosophila populations. Genome Res. 29, 1262–1276.
  42. Chechenova M., Stratton H., Kiani K., Gerberich E., Alekseyenko A., Tamba N., An S., Castillo L., Czajkowski E., Talley C., Bryantsev A. (2023) Quantitative model of aging-related muscle degeneration: a Drosophila study. bioRxiv. Feb. 21, 2023.02.19.529145 doi: https://doi.org/10.1101/2023.02.19.529145
  43. Borsch A., Ham D.J., Mittal N., Tintignac L.A., Migliavacca E., Feige J.N., Ruegg M.A., Zavolan M. (2021) Molecular and phenotypic analysis of rodent models reveals conserved and species-specific modulators of human sarcopenia. Commun. Biol. 4, 194.
  44. Lagerwaard B., Nieuwenhuizen A.G., Bunschoten A., de Boer V.C.J., Keijer J. (2021) Matrisome, innervation and oxidative metabolism affected in older compared with younger males with similar physical activity. J. Cachexia Sarcopenia Muscle. 12, 1214–1231.
  45. Su J., Ekman C., Oskolkov N., Lahti L., Strom K., Brazma A., Groop L., Rung J., Hansson O. (2015) A novel atlas of gene expression in human skeletal muscle reveals molecular changes associated with aging. Skelet. Muscle. 5, 35.
  46. Hunt L.C., Graca F.A., Pagala V., Wang Y.D., Li Y., Yuan Z.F., Fan Y., Labelle M., Peng J., Demontis F. (2021) Integrated genomic and proteomic analyses identify stimulus-dependent molecular changes associated with distinct modes of skeletal muscle atrophy. Cell Rep. 37, 109971.
  47. Wheeler J.C., Bieschke E.T., Tower J. (1995) Muscle-specific expression of Drosophila hsp70 in response to aging and oxidative stress. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 92, 10408–10412.
  48. Попов Д.В., Виноградова О.Л., Згода В.Г. (2019) Подготовка образцов скелетной мышцы человека для протеомных исследований с использованием изобарической метки iTRAQ. Молекуляр. биология. 53, 685‒691.
  49. Deshmukh A.S., Murgia M., Nagaraj N., Treebak J.T., Cox J., Mann M. (2015) Deep proteomics of mouse skeletal muscle enables quantitation of protein isoforms, metabolic pathways, and transcription factors. Mol. Cell Proteomics. 14, 841–853.
  50. Makhnovskii P.A., Zgoda V.G., Bokov R.O., Shagimardanova E.I., Gazizova G.R., Gusev O.A., Lysenko E.A., Kolpakov F.A., Vinogradova O.L., Popov D.V. (2020). Regulation of proteins in human skeletal muscle: the role of transcription. Sci. Rep. 10, 3514.
  51. Rudler D.L., Hughes L.A., Viola H.M., Hool L.C., Rackham O., Filipovska A. (2021) Fidelity and coordination of mitochondrial protein synthesis in health and disease. J. Physiol. 599, 3449–3462.
  52. Khalimonchuk O., Bird A., Winge D.R. (2007) Evidence for a pro-oxidant intermediate in the assembly of cytochrome oxidase. J. Biol. Chem. 282, 17442–17449.
  53. Mymrikov E.V., Daake M., Richter B., Haslbeck M., Buchner J. (2017) The chaperone activity and substrate spectrum of human small heat shock proteins. J. Biol. Chem. 292, 672–684.
  54. Bo Zheng N., Ruan L., Kline J.T., Omkar S., Sikora J., Texeira Torres M., Wang Y., Takakuwa J.E., Huguet R., Klemm C., Segarra V.A., Winters M.J., Pryciak P.M., Thorpe P.H., Tatebayashi K., Li R., Fornelli L., Truman A.W. (2022) Comprehensive characterization of the Hsp70 interactome reveals novel client proteins and interactions mediated by posttranslational modifications. PLoS Biol. 20, e3001839.
  55. Adriaenssens E., Asselbergh B., Rivera-Mejias P., Bervoets S., Vendredy L., De Winter V., Spaas K., de Rycke R., van Isterdael G., Impens F., Langer T., Timmerman V. (2023) Small heat shock proteins operate as molecular chaperones in the mitochondrial intermembrane space. Nat. Cell Biol. 25, 467–480.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Нокаут шести генов семейства Hsp70 снижает медианную продолжительность жизни D. melanogaster и оказывает выраженное негативное влияние на скорость локомоций в тесте на отрицательный геотаксис. а – Нормированное количество прочтений (РНК-секвенирование), приходящееся на открытую рамку считывания каждого гена. n = 12 пулов (ноги 15 мух) каждой линии. б и в – Доля выживших мух с обычным и хронически повышенным уровнем двигательной (локомоторной) активности. Представлено значение p для сравнения кривых, а также для медианной и максимальной продолжительности жизни (доля выживших 50 и 10%); n >150 в каждой линии. TP – тренировка. г – Возрастные изменения скорости локомоций в тесте на отрицательный геотаксис. Одной и тремя звездочками представлены значения p < 0.05 и < 0.001 соответственно. n = 5–6 пулов (10–30 мух в пуле) каждой линии.

Скачать (287KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Старение вызывает выраженные и прогрессирующие изменения транскриптомного профиля ног (состоящих преимущественно из пучков мышечных волокон) мух w1118. Нокаут шести генов семейства Hsp70 модулирует возрастные изменения транскриптома скелетных мышц ног. а – Количество уникальных и общих генов, экспрессия которых у 23- и 47-суточных мух отличается от экспрессии у 7-суточных мух. n = 4 пула (ноги 15 мух) каждой линии. б и в – Анализ функционального обогащения генами, экспрессия которых увеличилась (б) и снизилась (в). Представлено количество генов в каждой функциональной категории; тепловая карта показывает p-значение.

Скачать (1MB)
Метаданные
4. Рис. 3. Нокаут шести генов семейства Hsp70 нарушает возрастную динамику экспрессии генов. Линией представлены величины нормированной экспрессии (z-шкала) каждого гена некоторых обогащенных функциональных групп из рис. 2б и в. Приведены названия и номера функциональных категорий; n = 4 пула (ноги 15 мух) каждой линии.

Скачать (732KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Нокаут шести генов семейства Hsp70 вызывает разнонаправленные изменения в содержании ключевых ферментов метаболизма глюкозы и жиров (гликолиз, пентозофосфатный путь, цикл Кребса, бета-окисление и окислительное фосфорилирование) в мышцах ног 47-суточных мух. а – Изменения содержания мРНК и белка в скелетных мышцах ног мух Hsp70– относительно мух w1118. мРНК n = 4 пула (ноги 15 мух) каждой линии; белок n = 7–8 пулов (ноги 10 мух) для каждой линии. б – Анализ функционального обогащения показал, что белками с разным паттерном регуляции на уровне мРНК обогащены различные функциональные категории. Представлено количество генов в каждой категории; тепловая карта показывает значение p. в – Разнонаправленные изменения содержания белков окислительного фосфорилирования в ногах 47-суточных мух Hsp70– и мух w1118 (см. рис. S1, Дополнительные материалы). N.S. – изменение содержания белка не детектировано; N.D. – белок не детектирован.

Скачать (640KB)
Метаданные
6. Дополнительные материалы. Рисунок S1
Скачать (174KB)
Метаданные
7. Дополнительные материалы. Таблица S1
Скачать (2MB)
Метаданные
8. Дополнительные материалы. Таблица S2
Скачать (20KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024