Микровезикулы из мезенхимных стволовых клеток для регенерации хрящевой ткани при остеоартрите лошадей

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Современные стратегии лечения остеоартрита (ОА) в основном направлены на устранение симптомов. В настоящее время в медицине и ветеринарии практикуется использование клеточных методов терапии, включающих мезенхимные стволовые клетки (МСК). Также в настоящее время с целью регенерации применяют микровезикулы (МВ), полученные из МСК. Цель настоящего исследования – изучить возможность потенциального влияния искусственных МВ на хондроциты крысы. Проведенные in vitro эксперименты показали, что МВ, полученные из МСК, оказывали положительное действие на жизнеспособность и миграционную способность культуры клеток хондроцитов. МВ in vitro при 3D-моделировании ОА нивелировали действие провоспалительных факторов IL-1b и TNF-α. Эксперименты показали, что МВ взаимодействуют и сливаются непосредственно с мембранами хондроцитов. Таким образом, нами показано влияние МВ из МСК лошади на хондроциты in vitro.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

А. М. Аймалетдинов

Казанский (Приволжский) федеральный университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: aimaletdinowam@gmail.com
Россия, Казань, 420008

А. Г. Маланьева

Казанский (Приволжский) федеральный университет

Email: aimaletdinowam@gmail.com
Россия, Казань, 420008

М. А. Тамбовский

Казанский (Приволжский) федеральный университет

Email: aimaletdinowam@gmail.com
Россия, Казань, 420008

Е. Ю. Закирова

Казанский (Приволжский) федеральный университет

Email: aimaletdinowam@gmail.com
Россия, Казань, 420008

Список литературы

  1. Закирова Е.Ю., Аймалетдинов А.М., Тамбовский М.А., Ризванов А.А. 2021. Сравнительная характеристика линий мезенхимных стволовых клеток различных видов животных. Цитология. Т. 63. № 2. С.139. (E.Yu. Zakirova, А.М. Aimaletdinov, M.A. Tambovsky, A.A. Rizvanov. 2021. Comparative characteristics of mesenchymal stem cell lines from different animal species. Tsitologiya. V. 63. No. 2. P. 139).
  2. Тамбовский М. А., Аймалетдинов А.М., Закирова Е.Ю. 2023. Современные тенденции применения стволовых клеток и их производных при криоконсервации спермы животных. Биол. мембраны. Т. 40. № 5. С. 328. (M. A. Tambovsky, A. M. Aimaletdinov, E. Yu. Zakirova. 2023. Current trends in the application of stem cells and their derivatives in animal sperm cryopreservation. Biochem. Moscow Suppl. Ser. A. V. 17. P. 243.) https://doi.org/10.31857/S0233475523050110
  3. Aimaletdinov A.M. Iuferova A.K., Zakirova. E.Yu. 2023. Isolation and cultivation of sterlet myoblasts. Opera Medica Physiologica. V. 3. P. 167. https://doi.org/10.24412/2500-2295-2023-3-167-173
  4. Atala A. 2004. Tissue engineering and regenerative medicine: concepts for clinical application. Rejuvenation Res. V. 7. №1. P.15. https://doi.org/10.1089/154916804323105053
  5. Bertoni L., Jacquet-Guibon S., Branly T., Legendre F., Desancé M., Mespoulhes C., Melin M., Hartmann D.J., Schmutz A., Denoix J.M., Galéra P., Demoor M., Audigié F. 2020. An experimentally induced osteoarthritis model in horses performed on both metacarpophalangeal and metatarsophalangeal joints: technical, clinical, imaging, biochemical, macroscopic and microscopic characterization. PLoS One. V. 15: e0235251. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0235251
  6. Bhattacharjee M., Escobar Ivirico J.L., Kan H.M., Shah S., Otsuka T., Bordett R., Barajaa M., Nagiah N., Pandey R., Nair L.S., Laurencin C.T. 2022. Injectable amnion hydrogel-mediated delivery of adipose-derived stem cells for osteoarthritis treatment. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V. 119: e2120968119. https://doi.org/10.1073/pnas.2120968119
  7. Bonab M.M., Alimoghaddam K., Talebian F., Ghaffari S.H., Ghavamzadeh A., Nikbin B. 2006. Aging of mesenchymal stem cell in vitro. BMC Cell Biol. V. 7. P. 14. https://doi.org/10.1186/1471-2121-7-14
  8. Chen F.H., Rousche K.T., Tuan R.S. 2006. Technology insight: adult stem cells in cartilage regeneration and tissue engineering. Nat. Clin. Pract. Rheumatol. V. 2. P. 373. https://doi.org/10.1038/ncprheum0216
  9. Galuzzi M., Perteghella S., Antonioli B., Tosca M.C., Bari E., Tripodo G., Sorrenti M., Catenacci L., Mastracci L., Grillo F., Marazzi M., Torre M.L. 2018. Human engineered cartilage and decellularized matrix as an alternative to animal osteoarthritis model. Polymers (Basel). V. 10. Art. ID 738. https://doi.org/10.3390/polym10070738
  10. Goodrich L.R., Nixon A.J. 2006. Medical treatment of osteoarthritis in the horse – a review. Vet. J. V. 171. P. 51. https://doi.org/10.1016/j.tvjl.2004.07.008
  11. Kaufman M.R., Tobias G.W. 2003. Engineering cartilage growth and development. Clin. Plast. Surg. V. 30. P. 539. https://doi.org/10.1016/s0094-1298(03)00071-3
  12. Kesti M., Eberhardt C., Pagliccia G., Kenkel D., Grande D., Boss A., Zenobi-Wond M. 2015. Bioprinting complex cartilaginous structures with clinically compliant biomaterials. Advanced Functional Materials. V. 25. P. 7406. https://doi.org/10.1002/adfm.201503423
  13. Kriston-Pál É., Haracska L., Cooper P., Kiss-Tóth E., Szukacsov V., Monostori É. 2020. A regenerative approach to canine osteoarthritis using allogeneic, adipose-derived mesenchymal stem cells. safety results of a long-term follow-up. Front. Vet. Sci. V. 7: P. 510. https://doi.org/10.3389/fvets.2020.00510
  14. La Greca A., Solari C., Furmento V., Lombardi A., Biani M.C., Aban C., Moro L., García M., Guberman A.S., Sevlever G.E., Miriuka S.G., Luzzani C. 2018. Extracellular vesicles from pluripotent stem cell-derived mesenchymal stem cells acquire a stromal modulatory proteomic pattern during differentiation. Exp. Mol. Med. V. 50. P. 1. https://doi.org/10.1038/s12276-018-0142-x
  15. Lee M.J., Kim J., Kim M.Y., Bae Y.S., Ryu S.H., Lee T.G., Kim J.H. 2010. Proteomic analysis of tumor necrosis factor-alpha-induced secretome of human adipose tissue-derived mesenchymal stem cells. J. Proteome Res. V. 9. P. 1754. https://doi.org/10.1021/pr900898n
  16. Li J.J., Hosseini-Beheshti E., Grau G.E., Zreiqat H., Little C.B. 2019. Stem cell-derived extracellular vesicles for treating joint injury and osteoarthritis. nanomaterials (Basel). V. 9. Art. ID 261. https://doi.org/10.3390/nano9020261
  17. Lories R.J., Luyten F.P. 2012. Osteoarthritis, a disease bridging development and regeneration. Bonekey. Rep. V. 1. Art. ID 136. https://doi.org/10.1038/bonekey.2012.136
  18. Lumi X., Hawlina M., Glavač D., Facskó A., Moe M.C., Kaarniranta K., Petrovski G. 2015. Ageing of the vitreous: from acute onset floaters and flashes to retinal detachment. Ageing Res. Rev. V. P. 71. https://doi.org/10.1016/j.arr.2015.03.006
  19. Mahajan A., Verma S., Tandon V. 2005. Osteoarthritis. J. Assoc. Physicians India. V. 53. P. 634.
  20. Meyer M. 2019. Processing of collagen based biomaterials and the resulting materials properties. Biomed. Eng. Online. V. 18. Art. ID 24. https://doi.org/10.1186/s12938-019-0647-0
  21. Murray I.R., Péault B. 2015. Q&A: Mesenchymal stem cells – where do they come from and is it important? BMC Biol. V. 13. Art. ID 99. https://doi.org/10.1186/s12915-015-0212-7
  22. Phinney D.G., Hill K., Michelson C., DuTreil M., Hughes C., Humphries S., Wilkinson R., Baddoo M., Bayly E. 2006. Biological activities encoded by the murine mesenchymal stem cell transcriptome provide a basis for their developmental potential and broad therapeutic efficacy. Stem Cells. V. 24. P. 186. https://doi.org/10.1634/stemcells.2004-0236.
  23. Revenaugh M.S. 2005. Extracorporeal shock wave therapy for treatment of osteoarthritis in the horse: clinical applications. Vet. Clin. North Am. Equine Pract. V. 21. P. 609. https://doi.org/10.1016/j.cveq.2005.09.001
  24. Røsland G.V., Svendsen A., Torsvik A., Sobala E., McCormack E., Immervoll H., Mysliwietz J., Tonn J.C., Goldbrunner R., Lønning P.E., Bjerkvig R., Schichor C. 2009. Long-term cultures of bone marrow-derived human mesenchymal stem cells frequently undergo spontaneous malignant transformation. Cancer Res. V. 69. P. 5331. https://doi.org/10.1158/0008-5472.CAN-08-4630
  25. Rychel J.K. 2010. Diagnosis and treatment of osteoarthritis. Top Companion Anim. Med. V.25. P.20. https://doi.org/10.1053/j.tcam.2009.10.005
  26. Taruc-Uy R.L., Lynch S.A. 2013. Diagnosis and treatment of osteoarthritis. Prim. Care. V. 40. P. 821. https://doi.org/10.1016/j.pop.2013.08.003
  27. Thomas A.C., Hubbard-Turner T., Wikstrom E.A., Palmieri-Smith R.M. 2017. Epidemiology of posttraumatic osteoarthritis. J. Athl. Train. V.52. P. 491. https://doi.org/10.4085/1062-6050-51.5.08
  28. Wang J., Liao L., Wang S., Tan J. 2013. Cell therapy with autologous mesenchymal stem cells-how the disease process impacts clinical considerations. Cytotherapy. V. 15. P. 893. https://doi.org/10.1016/j.jcyt.2013.01.218
  29. Weinstein A.M., Rome B.N., Reichmann W.M., Collins J.E., Burbine S.A., Thornhill T.S., Wright J., Katz J.N., Losina E. 2013. Estimating the burden of total knee replacement in the United States. J. Bone Joint Surg. Am. V. 95. P. 385. https://doi.org/10.2106/JBJS.L.00206
  30. Wu C.C., Chen W.H., Zao B, Lai P.L., Lin T.C., Lo H.Y., Shieh Y.H., Wu C.H., Deng W.P. 2011. Regenerative potentials of platelet-rich plasma enhanced by collagen in retrieving pro-inflammatory cytokine-inhibited chondrogenesis. Biomaterials. V. 32. Art. ID 5847. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2011.05.002.
  31. Wu L., Petrigliano F.A., Ba K., Lee S., Bogdanov J., McAllister D.R., Adams J.S., Rosenthal A.K., Van Handel B., Crooks G.M., Lin Y., Evseenko D. 2014. Lysophosphatidic acid mediates fibrosis in injured joints by regulating collagen type I biosynthesis. Osteoarthritis Cartilage. V. 23. P. 308. https://doi.org/10.1016/j.joca.2014.11.012
  32. Wu T.J., Fong Y.C., Lin C.Y., Huang Y.L., Tang C.H. 2018. Glucose enhances aggrecan expression in chondrocytes via the PKCα/p38-miR141-3p signaling pathway. J. Cell Physiol. V. 233. P. 6878. https://doi.org/10.1002/jcp.26451
  33. Wu X., Wang Y., Xiao Y., Crawford R., Mao X., Prasadam I. 2019. Extracellular vesicles: potential role in osteoarthritis regenerative medicine. J. Orthop. Translat. V. 21. P. 73. https://doi.org/10.1016/j.jot.2019.10.012
  34. Zakirova E., Aimaletdinov A., Mansurova M., Titova A., Kurilov I., Rutland C.S., Malanyeva A., Rizvanov A. 2024. Artificial microvesicles: new perspective on healing tendon wounds. Cells Tiss. Organs. V. 213. P. 24. https://doi.org/10.1159/000526845
  35. Zakirova E., Valeeva A., Sofronova S., Tambovsky M., Rutland C. Rizvanov A. Gomzikova M. 2022. Application of mesenchymal stem cells derived artificial microvesicles for the treatment of canine skin wound. BioNanoSci. V. 12. P. 83. https://doi.org/10.1007/s12668-021-00928-0
  36. Zhuang Y., Jiang S., Yuan C., Lin K. 2022. The potential therapeutic role of extracellular vesicles in osteoarthritis. Front. Bioeng. Biotechnol. V. 10: 1022368. https://doi.org/10.3389/fbioe.2022.1022368

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Гистограммы проточной цитометрии клеток, выделенных из хрящевой ткани крысы с использованием специфических флуоресцентно-меченных антител, демонстрирующие количество клеток, несущих антигены CD34, CD45, CD117, STRO1, аггрекан, коллаген I, коллаген II, CD29, CD44, CD90. По горизонтали – интенсивность флуоресценции, по вертикали – число клеток. Темным цветом выделены гистограммы, соответствующие неокрашенным контрольным клеткам; светлым – гистограммы, соответствующие окрашиванию специфическими АТ, меченными флуоресцентными метками.

Скачать (212KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Гистограммы проточной цитометрии клеток, выделенных из жировой ткани лошади с использованием специфических флуоресцентно-меченных антител, демонстрирующие количество клеток, несущих антигены CD34, CD45, CD44, CD90. Темным цветом выделены гистограммы, соответствующие неокрашенным контрольным клеткам; светлым – гистограммы, соответствующие окрашиванию специфическими АТ, меченными флуоресцентными метками.

Скачать (66KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Визуализация дифференцировки МСК лошади в остеогенном (окраска ализариновым красным), хондрогенном (окраска альциановым синим) и адипогенном (окраска Nile Red) направлении.

Скачать (147KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Слияние МВ, полученных из МСК лошади, с хондроцитами крысы. Цитоплазматическая мембрана МСК окрашена флуоресцентным красителем DiD, а хондроциты крысы – флуоресцентным DiO (оба от Life Technologies, США). Конфокальная микроскопия. а – МВ, окрашенные DiO; б – хондроциты, окрашенные DiD; в – ядра хондроцитов, окрашенные Dapi; г – совмещение.

Скачать (106KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Напечатанная на биопринтере Cellink 3D-модель хрящевой ткани. а – Экструзионный принтер Cellink Inkredible (Швеция); б – процесс биопечати; в – образец хондроцитов, напечатанный на биопринтере, световая микроскопия.

Скачать (216KB)
Метаданные
7. Рис. 6. Визуализация влияния МВ на 3D-модели ОА. Окрашивание показывает: альциановым синим – выработку гликозоаминогликанов, гематоксилином и эозином – клеточность напечатанных образцов, на наличие коллагена II – функциональность хондроцитов.

Скачать (119KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024