Определение протеомных маркеров в сухих пятнах крови, включенных в адаптацию сердечно-сосудистой системы в длительных космических полетах. Часть I

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Комплекс экстремальных факторов космического полета (КП) индуцирует различные изменения сердечно-сосудистой системы (ССС) на структурном и функциональном уровне. Актуально исследование белковых маркеров методами протеомики, включенных в компенсацию дисфункциональных нарушений ССС в длительных КП. Цель работы – поиск основных протеомных маркеров в сухих пятнах крови, включенных в адаптацию ССС во время длительных КП. Для анализа содержания пептидов в экстрактах сухих пятен применяли таргетный количественный хромато-масс-спектрометрический анализ с мониторингом множественных реакций (LC-MRM MS), с использованием синтетических меченых стандартов (SIS). В результате статистического и биоинформационного анализа, с использованием программного обеспечения ANDvisio, установлено, что в КП достоверно изменилось содержание в экстрактах сухих пятен крови белков, включенных в адаптацию ССС: на 7 сут –11 белков, через 3 мес. – 5 белков, через 6 мес. – 3 белка. Описаны основные биологические функции данных белков применительно к срокам КП и их участия в адаптации ССС к комплексу экстремальных факторов, в том числе регенерации эндотелия, ангиогенезу и процессам, направленным на восстановление эластичности и сократительной способности гладкомышечных клеток сосудов. Во всех точках исследования экспрессируются белки, участвующие в контроле клеточного окислительного стресса. Полученные данные имеют практическое значение применительно к оценке рисков сердечно-сосудистых событий во время длительных КП.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Л. Х. Пастушкова

ФГБУН ГНЦ РФ – Институт медико-биологических проблем РАН

Email: daryakudryavtseva@mail.ru
Россия, Москва

А. Г. Гончарова

ФГБУН ГНЦ РФ – Институт медико-биологических проблем РАН

Email: daryakudryavtseva@mail.ru
Россия, Москва

Д. Н. Каширина

ФГБУН ГНЦ РФ – Институт медико-биологических проблем РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: daryakudryavtseva@mail.ru
Россия, Москва

И. М. Ларина

ФГБУН ГНЦ РФ – Институт медико-биологических проблем РАН

Email: daryakudryavtseva@mail.ru
Россия, Москва

Список литературы

  1. Krittanawong C., Isath A., Kaplin S. et al. Cardiovascular disease in space: A systematic review // Prog. Cardiovasc. Dis. 2023. V. 81. P. 33.
  2. Котовская А.Р., Вартбаронов Р.А. Длительные линейные ускорения / Космическая биология и медицина // Совместное российско-американское издание в 5 т. Под ред. Газенко О.Г., Григорьева А.И., Никогосян А.Е., Молер С.Р. М.: Наука, 1997. Т. 3, кн. 2. С. 10.
  3. Sy M.R., Keefe J.A., Sutton J.P., Wehrens X.H.T. Cardiac function, structural, and electrical remodeling by microgravity exposure // Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 2023. V. 324. № 1. P. H1.
  4. Rusanov V.B., Pastushkova L.K., Chernikova A.G. et al. Relationship of collagen as the component of the extracellular matrix with the mechanisms of autonomic regulation of the cardiovascular system under simulated conditions of long-term isolation // Life Sci. Space Res (Amst). 2022. V. 32. P. 17.
  5. Русанов В.Б. Механизмы регуляции сердечно-сосудистой системы в космических полетах и наземных экспериментах: автореф. … докт. биол. наук. М.: ИМБП РАН, 2024. 54 с.
  6. Yu Z., Zhang L. Effects of simulated weightlessness on ultrastructures and oxygen supply and consumption of myocardium in rats // Space Med. Med. Eng. (Beijing). 1996. V. 9. № 4. P. 261.
  7. Patel S. The effects of microgravity and space radiation on cardiovascular health: From low-Earth orbit and beyond // Int. J. Cardiol. Heart Vasc. 2020. V. 30. P. 100595.
  8. Yan X., Sasi S.P., Gee H. et al. Correction: Cardiovascular risks associated with low dose ionizing particle radiation // PLoS One. 2015. V. 10. № 11. P. e0142764.
  9. Кashirina D.N., Percy A.J., Pastushkova L.Kh. et al. The molecular mechanisms driving physiological changes after long duration space flights revealed by quantitative analysis of human blood proteins // BMC Med. Genomics. 2019. V. 12. (Suppl. 2). Р. 45.
  10. Demenkov P.S., Ivanisenko T.V., Kolchanov N.A., Ivanisenko V.A. ANDVisio: a new tool for graphic visualization and analysis of literature mined associative gene networks in the ANDSystem // In Silico Biol. 2011. V. 11. № 3–4. P. 149.
  11. Perhonen M.A., Franco F., Lane L.D. et al. Cardiac atrophy after bed rest and spaceflight // J. Appl. Physiol. (1985). 2001. V. 91. № 2. P. 645.
  12. Liu H., Xie Q., Xin B.M. et al. Inhibition of autophagy recovers cardiac dysfunction and atrophy in response to tail-suspension // Life Sci. 2015. V. 121. P. 1.
  13. Drysdale A., Blanco-Lopez M., White S.J. et al. Differential proteoglycan expression in atherosclerosis alters platelet adhesion and activation // Int. J. Mol. Sci. 2024. V. 25. № 2. P. 950.
  14. Giatagana E.-M., Berdiaki A., Tsatsakis A. et al. Lumican in carcinogenesis—Revisited // Biomolecules. 2021. V. 11. № 9. P. 1319.
  15. Mohammadzadeh N., Lunde I.G., Andenæs K. et al. The extracellular matrix proteoglycan lumican improves survival and counteracts cardiac dilatation and failure in mice subjected to pressure overload // Sci. Rep. 2019. V. 9. № 1. P. 9206.
  16. Mohammadzadeh N., Melleby A.O., Palmero S. et al. Moderate loss of the extracellular matrix proteoglycan Lumican attenuates cardiac fibrosis in mice subjected to pressure overload // Cardiology. 2020. V. 145. № 3. P. 187.
  17. Ustunyurt E., Dundar B., Simsek D., Temur M. Act of fibulin-1 in preeclamptic patients: can it be a predictive marker? // J. Matern. Fetal Neonatal Med. 2021. V. 34. № 22. P. 3775.
  18. Pastushkova L.K., Rusanov V.B., Goncharova A.G. et al. Blood plasma proteins associated with heart rate variability in cosmonauts who have completed long-duration space missions // Front. Physiol. 2021. V. 12. P. 760875.
  19. Singh R., Kaundal R.K., Zhao B. et al. Resistin induces cardiac fibroblast-myofibroblast differentiation through JAK/STAT3 and JNK/c-Jun signaling // Pharmacol. Res. 2021. V. 167. P. 105414.
  20. Cai X., Allison M.A., Ambale-Venkatesh B. et al. Resistin and risks of incident heart failure subtypes and cardiac fibrosis: the Multi-Ethnic Study of Atherosclerosis // ESC Heart Fail. 2022. V. 9. № 5. P. 3452.
  21. Rallidis L.S., Katsimardos A., Kosmas N. et al. Differential prognostic value of resistin for cardiac death in patients with coronary artery disease according to the presence of metabolic syndrome // Heart Vessels. 2022. V. 37. № 5. P. 713.
  22. Zhou L., Li J.Y., He P.P. et al. Resistin: Potential biomarker and therapeutic target in atherosclerosis // Clin. Chim. Acta. 2021. V. 512. P. 84.
  23. Stochmal A., Czuwara J., Zaremba M., Rudnicka L. Altered serum level of metabolic and endothelial factors in patients with systemic sclerosis // Arch. Dermatol. Res. 2020. V. 312. № 6. P. 453.
  24. Liu L., Gong B., Wang W. et al. Association between haemoglobin, albumin, lymphocytes, and platelets and mortality in patients with heart failure // ESC Heart Fail. 2024. V. 11. № 2. P. 1051.
  25. Huang T., An Z., Huang Z. et al. Serum albumin and cardiovascular disease: A Mendelian randomization study // BMC Cardiovasc. Disord. 2024. V. 24. № 1. P. 196.
  26. Mobayen G., Smith K., Ediriwickrema K. et al. von Willebrand factor binds to angiopoietin-2 within endothelial cells and after release from Weibel-Palade bodies // J. Thromb. Haemost. 2023. V. 21. № 7. P. 1802.
  27. De Vries P.S., Reventun P., Brown MR. et al. A genetic association study of circulating coagulation factor VIII and von Willebrand factor levels // Blood. 2024. V. 143. № 18. P. 1845.
  28. Кузичкин Д.С., Маркин А.А., Журавлева О.А. и др. Связь характера подкожных кровоизлияний с изменениями системы плазменного гемостаза у космонавтов // Авиакосм. и эколог. мед. 2019. Т. 53. № 6. С. 38.
  29. Simsek E., Kilic M., Simse G. et al. The effect of CYP1A1 and GSTP1 isozymes on the occurrence of aortic aneurysms // Thorac. Cardiovasc. Surg. 2015. V. 63. № 2. P. 152.
  30. Dubois-Deruy E., Peugnet V., Turkieh A., Pinet F. Oxidative Stress in Cardiovascular Diseases // Antioxidants (Basel). 2020. V. 9. № 9. P. 864.
  31. Huang P.C., Chiu C.C., Chang H.W. et al. Prdx1-encoded peroxiredoxin is important for vascular development in zebrafish // FEBS Lett. 2017. V. 591. № 6. P. 889.
  32. Otsuka N., Ishimaru K., Murakami M. et al. The immunohistochemical detection of peroxiredoxin 1 and 2 in canine spontaneous vascular endothelial tumors // J. Vet. Med. Sci. 2022. V. 84. № 7. P. 914.
  33. Chen J., Shi S., Cai X. et al. DR1 activation reduces the proliferation of vascular smooth muscle cells by JNK/c-Jun dependent increasing of Prx3 // Mol. Cell. Biochem. 2018. V. 440. № 1–2. P. 157.
  34. Rajwani A., Ezzat V., Smith J. et al. Increasing circulating IGFBP1 levels improves insulin sensitivity, promotes nitric oxide production, lowers blood pressure, and protects against atherosclerosis // Diabetes. 2012. V. 61. № 4. P. 915.
  35. Wu X., Zheng W., Jin P. et al. Role of IGFBP1 in the senescence of vascular endothelial cells and severity of aging related coronary atherosclerosis // Int. J. Mol. Med. 2019. V. 44. № 5. P. 1921.
  36. Chen S., Chen H., Zhong Y. et al. Insulin-like growth factor-binding protein 3 inhibits angiotensin II-induced aortic smooth muscle cell phenotypic switch and matrix metalloproteinase expression // Exp. Physiol. 2020. V. 105. № 11. P. 1827.
  37. Schlueter B.C., Quanz K., Baldauf J. et al. The diverging roles of insulin-like growth factor binding proteins in pulmonary arterial hypertension // Vascul. Pharmacol. 2024. V. 155. P. 107379.
  38. Hess K., Spille D.C., Adeli A. et al. Occurrence of fibrotic tumor vessels in grade i meningiomas is strongly associated with vessel density, expression of VEGF, PlGF, IGFBP-3 and tumor recurrence // Cancers (Basel). 2020. V. 12. № 10. P. 3075.
  39. Mineo C. Lipoprotein receptor signalling in atherosclerosis // Cardiovasc. Res. 2020. V. 116. № 7. P. 1254.
  40. Khalil Y.A., Rabès J.P., Boileau C., Varret M. APOE gene variants in primary dyslipidemia // Atherosclerosis. 2021. V. 328. P. 11.
  41. Lin Y., Yang Q., Liu Z. et al. Relationship between Apolipoprotein E genotype and lipoprotein profile in patients with coronary heart disease // Molecules. 2022. V. 27. № 4. P. 1377.
  42. Pauli J., Reisenauer T., Winski G. et al. Apolipoprotein E (ApoE) rescues the contractile smooth muscle cell phenotype in popliteal artery aneurysm disease // Biomolecules. 2023. V. 13. № 7. P. 1074.
  43. Jackson R.J., Meltzer J.C., Nguyen H. et al. APOE4 derived from astrocytes leads to blood-brain barrier impairment // Brain. 2022. V. 145. № 10. P. 3582.
  44. Aztatzi-Aguilar O.G., Sierra-Vargas M.P., Ortega-Romero M., Jiménez-Corona A.E. Osteopontin’s relationship with malnutrition and oxidative stress in adolescents. A pilot study // PLoS One. 2021. V. 16. № 3. P. e0249057.
  45. Shaydakov M.E., Sigmon D.F., Blebea J. Thromboelastography. Treasure Island (FL): StatPearls Publishing, 2024. PMID: 30725746.
  46. Pavela J., Sargsyan A., Bedi D. et al. Surveillance for jugular venous thrombosis in astronauts // Vasc. Med. 2022. V. 27. № 4. P. 365.
  47. Martínez-López D., Roldan-Montero R., García-Marqués F. et al. Complement C5 Protein as a Marker of Subclinical Atherosclerosis // J. Am. Coll. Cardiol. 2020. V. 75. № 16. P. 1926.
  48. Thomas A.M., Gerogianni A., McAdam M.B. et al. Complement component C5 and TLR molecule CD14 mediate heme-induced thromboinflammation in human blood // J. Immunol. 2019. V. 203. № 6. P. 1571.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Белки с достоверно изменяющимися уровнями на разных сроках КП, участвующие в биологических процессах сердца и сосудов, по программе ANDvisio.

Скачать (694KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025