The use of L-asparaginase for the treatment of solid tumors: data from experimental studies and clinical trials

Full Text

Введение

L-аспарагиназа (код фермента 3.5.1.1) — фермент, гидролизующий аспарагин до аспарагиновой кислоты и аммиака (и в меньшей мере — глутамин до глутаминовой кислоты и аммиака). В течение многих лет она применяется для лечения острых лимфобластных лейкозов и других видов гемобластозов [1–6]. Эффективность применения аспарагиназы связана с особенностями метаболизма опухолевых клеток, часто не способных обеспечивать себя необходимыми для жизнедеятельности аминокислотами, по сравнению с нормальными клетками.

Несмотря на длительное использование этого фермента для терапии заболеваний относительно узкой этиологической группы, спектр его применения постепенно расширяется. Например, аспарагиназа включена в стандарты лечения экстранодальной NK/T-клеточной лимфомы и других редких видов лимфом, значительно отличающихся по биологии опухолевого роста от острых лимфобластных лейкозов [7, 8].

За последние 70 лет препараты L-аспарагиназы выделены и охарактеризованы из десятков бактериальных источников [9–15], а также получены оптимизированные лекарственные формы «классической» аспарагиназы Escherichia coli II типа: пэгилированная, полисиалированная, инкапсулированная в эритроциты и др. [16–22].

В настоящем обзоре литературы мы рассматриваем опубликованные данные экспериментальных и клинических исследований эффективности препаратов аспарагиназы для лечения солидных опухолей, а также приводим возможные обоснования выбора моделей для изучения аспарагиназы в эксперименте.

Эффективность препаратов L-аспарагиназы на моделях солидных опухолей in vitro и in vivo

Несмотря на то, что бóльшая часть опубликованных экспериментальных данных получена на клетках лейкозов и лимфом, существует немало работ, в которых показана значительная цитотоксическая активность аспарагиназы на культурах клеток солидных опухолей.

L-аспарагиназа Escherichia coli II типа

Наибольший пул данных получен для аспара- гиназы Escherichia coli II типа, которая была использована для создания лекарственных препаратов. В работах P.L. Lorenzi и соавт. [23, 24] исследовались культуры клеток рака яичников. Чувствительность 19 клеточных линий к L-аспарагиназе варьировала в широких пределах (концентрация полумаксимального ингибирования — IC50 — составила от 0,18 до 7,71 ME/мл), свидетельствуя о том, что рак яичников является весьма гетерогенной группой по чувствительности к аспарагиназе.

Четыре линии клеток аденокарциномы поджелудочной железы показали высокую чувствительность к L-аспарагиназе: IC50 составила ~0,2 МЕ/мл для трёх линий (AsPC-1, MIA PaCa-2, PANC-1) и 0,07 МЕ/мл для четвёртой (SW1990) [25].

Особый интерес представляет исследование E.H. Panosyan и соавт. [26], в котором изучалось действие L-аспарагиназы на клеточные линии опухолей головного мозга: глиобластомы (GBM-ES и U87), медуллобластомы (DAOY), а также глиомы мыши (GL-261). Действие L-аспарагиназы было различным, наиболее чувствительной оказалась клеточная линия DAOY, а наименее чувствительной — GBM-ES. В работе G. Karpel-Massler и соавт. [27], выполненной на клеточных линиях глиобластомы и глиомы, также подтверждена различная чувствительность клеток к действию L-аспарагиназы, при этом IC50 составляла от 0,16 до >5 МЕ/мл.

Сопоставимые результаты были получены в работе K. Okuda и соавт. [28] на линиях клеток гепатоцеллюлярной карциномы (ГЦК). Линии SNU387 и SNU398 оказались чувствительными к L-аспарагиназе (IC50 — 1,92 и 0,9 МЕ/мл соответственно), в то время как для линий Huh7 и HepG2 значения IC50 составили 51,15 и 25,07 МЕ/мл соответственно. Клетки линии Huh6 вообще не продемонстрировали чувствительности к аспарагиназе (IC50 >100 МЕ/мл). Исследование B. Zhang и соавт. [29], также проведённое на клеточных линиях ГЦК, подтверждает разную чувствительность к L-аспарагиназе линий опухолевых клеток. Кроме того, в 1970 году была обнаружена чувствительность к L-аспарагиназе у клеток меланомы [30].

Другие бактериальные источники L-аспарагиназы

По мере получения очищенных ферментов из других источников, их цитотоксическая активность была исследована на широкой панели опухолевых клеток, в том числе солидных.

Как было показано в исследовании О.Ю. Абакумова и соавт. [31], L-аспарагиназа, выделенная из Yersinia pseudotuberculosis, продемонстрировала высокую антипролиферативную активность, не уступающую активности аспарагиназы Escherichia coli. При этом клетки аденокарциномы молочной железы (линия MCF-7) были даже более чувствительными, чем лейкозные. В этой же работе было показано, что L-аспарагиназа из Erwinia carotovora (Dickeya dadantii) обладает более низкой цитотоксической активностью по сравнению с L-аспарагиназой Y. pseudotuberculosis.

Исследование M.C. Wu и соавт. [32], проведённое на клетках MIA PaCa-2, демонстрирует, что L-аспарагиназа из Vibrio succinogenes обладает меньшей антипролиферативной активностью по сравнению с аспарагиназой Escherichia coli.

В работе D.B. Darwesh и соавт. [33] было продемонстрировано, что аспарагиназа, выделенная из Burkholderia pseudomallei, оказывает цитотоксический эффект на клетки HepG2 с IC50=1,53 МЕ/мл, а на клетки MCF-7 — c IC50=18 МЕ/мл.

Линия колоректального рака Caco-2, а также трижды негативная линия рака молочной железы MDA-MB-231 показали значительные различия в чувствительности к аспарагиназе из Pseudomonas aeruginosa (IC50 — 68,28 и 3,1 МЕ/мл соответственно) [34].

На клеточных линиях опухолей желудка было показано, что L-аспарагиназа из Helicobacter pylori обладает большей антипролиферативной активностью по сравнению с аспарагиназой Escherichia coli [35]. Например, для линии AGS IC50 для L-аспарагиназы H. pylori равна 1,3 МЕ/мл, а для E. coli — 95,6 МЕ/мл.

Клеточные линии Hela (эпителиоидный рак шейки матки) и HepG2 показали высокую чувствительность к аспарагиназе из Streptomyces rochei: полученные значения IC50 для них равны 2,16 и 2,54 МЕ/мл соответственно [36].

Выделенная из Sarcina maxima L-аспарагиназа показала антипролиферативную активность в отношении линий A549 (аденокарцинома лёгкого, IC50=0,05 МЕ/мл), HepG2 (IC50=0,05 МЕ/мл) и PC3 (аденокарцинома простаты, IC50=0,13 МЕ/мл) [37]. L-аспарагиназа из Bacillus licheniformis тоже показала активность против линии HepG2 (IC50=0,42 МЕ/мл), а также против линий MCF-7 (IC50=0,52 МЕ/мл) и HCT-116 (колоректальная карцинома, IC50=0,61 МЕ/мл) [38].

L-аспарагиназы архей и грибов

Помимо исследований с использованием бактериальных ферментов, известны работы с применением аспарагиназ архей и грибов.

Так, L-аспарагиназа из архейного микроорганизма Pyrococcus abyssi показала высокую цитотоксическую активность против линий FB, Caco-2 и HepG2: IC50 для них находилась в пределах от 5 до 7,5 МЕ/мл [39]. При этом клеточные линии A549 и Caco-2 оказались по-разному чувствительными к L-аспарагиназе, выделенной из P. furiosus: IC50 для них составили 1,78 и 30 МЕ/мл соответственно [40].

В исследовании D.H. El-Ghonemy и соавт. [41] линии клеток подвергались действию L-аспарагиназы гриба Trichoderma viride, при этом IC50 для линии HepG2 оказалось равным 21,2 г/мл, а для линии MCF-7 — 34,2 г/мл.

Аспарагиназа, выделенная из Colletotrichum gloeosporioides, оказала заметный эффект на клетки карциномы полости рта H103 (IC50 ~32 МЕ/мл) [42], а L-аспарагиназа гриба Rhizopus oryzae AM16 оказалась эффективной против линий HepG2 (IC50=23,4 мкг/мл), MCF-7 (IC50=72,4 мкг/мл), HCT-116 (IC50=23,6 мкг/мл) и A549 (IC50=28,6 мкг/мл) [43].

В исследовании M. El-Gendy и соавт. [44] была изучена чувствительность ряда клеточных линий к действию L-аспарагиназы, выделенной из Fusarium equiseti AHMF4: Hela (IC50=0,98 МЕ/мл), Hep-2 (эпидермоидная карцинома гортани, IC50=2,44 МЕ/мл), HepG2 (IC50=6,05 МЕ/мл), HCT-116 (IC50=4,03 МЕ/мл) и MCF-7 (IC50=11,13 МЕ/мл).

Таким образом, многие клетки солидных опухолей демонстрировали чувствительность к изменению содержания субстратов (снижение концентрации аспарагина, глутамина, повышение концентрации аммиака, аспарагиновой и глутаминовой кислот и т.д.), вызванному появлением чужеродных аспарагиназ (табл. 1) в среде культивирования.

 

Таблица 1. Значения IC50 L-аспарагиназ, полученных из различных источников, исследуемых на ряде клеточных линий

Table 1. IC50 values of L-asparaginases obtained from various sources, studied on several cell lines

Источник L-аспарагиназы	IC50, МЕ/мл
	HepG2	MCF-7	HCT-116	A549	CaCo-2	Hela
Escherichia coli	25,07	н/д	н/д	н/д	н/д	н/д
Burkholderia pseudomallei	1,53	18	н/д	н/д	н/д	н/д
Trichoderma viride	21,2	34,2	н/д	н/д	н/д	н/д
Pyrococcus abyssi	~6,25	н/д	н/д	н/д	~6,25	н/д
Pseudomonas aeruginosa	н/д	н/д	н/д	н/д	68,28	н/д
Fusarium equiseti	6,05	11,13	4,03	н/д	н/д	0,98
Pyrococcus furiosus	н/д	н/д	н/д	1,78	30	н/д
Streptomyces rochei	2,54	н/д	н/д	н/д	н/д	2,16
Sarcina maxima	0,05	н/д	н/д	н/д	н/д	0,05
Bacillus licheniformis	0,42	0,52	0,61	н/д	н/д	н/д

Примечание: н/д — нет данных.

Note: н/д — no information.

 

Чувствительность к L-аспарагиназе ксенографтов солидных опухолей человека у иммунодефицитных мышей

Небольшое количество опубликованных работ посвящено исследованиям чувствительности к аспарагиназе ксенографтов солидных опухолей человека у иммунодефицитных мышей.

В работе E. Dufour и соавт. [25] наиболее чувствительная к L-аспарагиназе E. coli линия аденокарциномы поджелудочной железы (SW1990) была также исследована на мышах BALB/c nude. На 35-й день после трансплантации (28-й день лечения) объём опухоли, подвергшейся лечению L-аспарагиназой, инкапсулированной в эритроциты, был равен 607 мм³, в то время как объём опухоли в двух контрольных группах достигал 1076 и 1336 мм³.

Аналогично, в работе E.H. Panosyan и соавт. [26] была выбрана для исследования in vivo (мыши SCID) наиболее чувствительная к аспарагиназе линия медуллобластомы DAOY, однако эффективность терапии L-аспарагиназой не показала достоверных отличий в сравнении с контрольной группой. Тем не менее, темозоломид в комбинации с L-аспарагиназой дал более выраженный эффект по сравнению с монотерапией темозоломидом.

В исследовании G. Karpel-Massler и соавт. [27] была выбрана линия глиобластомы MGPP-3, чувствительность к L-аспарагиназе in vitro для которой составляла 1,55 МЕ/мл. Регресс ксенографтов, полученных из клеток MGPP-3, достигался только в комбинации L-аспарагиназы с ABT263¹ (навитоклакс¹), при этом размер опухоли уменьшился на 45,24%. Монотерапия L-аспарагиназой или ABT263* не приводила к регрессу опухоли, хотя и незначительно снижала её рост по сравнению с контролем.

В исследовании Q. Chen и соавт. [45] L-аспарагиназа, выделенная из Erwinia chrysanthemi, совместно с ингибитором аутофагии хлорохином замедляла рост ксенотрансплантатов глиобластомы U87MG у мышей BALB/c nude, в отличие от терапии без хлорохина.

Исследование K. Okuda и соавт. [28] на ксенографтах линии ГЦК Huh6 (мыши BALB/c nude) показало аналогичную картину: комбинированная терапия L-аспарагиназой с ленватинибом значительно уменьшала объём опухоли по сравнению с контролем, хотя и монотерапия указанными препаратами приводила к такому эффекту, но в меньшей степени.

На ксенографтах линии MHCCLM3 (ГЦК) было показано, что различные ксенотрансплантаты обладают разной чувствительностью к L-аспарагиназе [29]. Исследование M. Chiu и соавт. [46] показало, что рост ксенографтов ГЦК (линия HepG2) полностью подавляется при совместном применении L-аспарагиназы (крисантаспаза) и ингибитора глутаминсинтетазы, но и по отдельности эти препараты оказывали выраженное действие на опухоль (уменьшение размеров опухолей на 51% и 60% при терапии крисантаспазой и глутаминсинтетазой соответственно). Ксенографт линии HC-AFW1 оказался чувствителен только к комбинированному лечению.

С использованием ксенографтов колоректального рака (HC17T) в работе G. Nishikawa и соавт. [47] на мышах KSN/slc nude было показано, что различные ксенографты этой линии показывали разный ответ на терапию L-аспарагиназой. Похожие результаты были получены и для клеточных сфероидов, которых использовали для трансплантации мышам.

В работе K. Toda и соавт. [48] на ксенографте колоректального рака было продемонстрировано подавление роста при совместном применении L-аспарагиназы и сиролимуса, ни один из которых в монорежиме не оказывал такого эффекта.

Клиническое применение препаратов L-аспарагиназы для лечения солидных опухолей

Описания использования аспарагиназы для лечения солидных опухолей в клинической практике немногочисленны, однако некоторые работы известны ещё с последней трети XX века. Так, в исследованиях H.Y. Yap и G.N. Hortobagyi и соавт. [49, 50] изучалось применение аспарагиназы для лечения рака молочной железы совместно с метотрексатом и другими противоопухолевыми препаратами. И, хотя наблюдался ответ на терапию у 30% пациентов, имели место побочные эффекты высокой частоты и степени тяжести.

В работе 2001 года было показано, что L-аспарагиназа в максимальной дозе 2000 МЕ/м2 при внутримышечной инъекции каждые 2 недели значительно снижает уровень аспарагина в крови у пациентов с различными солидными опухолями, при этом наблюдались побочные эффекты I и II степеней тяжести, такие как слабость, тошнота, рвота и потеря веса [51].

Несколько недавних клинических исследований касаются изучения возможности терапии аденокарциномы поджелудочной железы с помощью препарата L-аспарагиназы, инкапсулированной в эритроциты, — эриаспазы² (ERY-ASP). Первым из них является исследование J.B. Bachet и соавт. [52] (номер в реестре National Clinical Trials в базе ClinicalTrials.gov — NCT01523808, фаза I), в котором отмечалась хорошая переносимость ERY-ASP в диапазоне доз 25–150 МЕ/кг, в связи с чем авторы рекомендовали дальнейшее изучение данного препарата. В фазе IIb этого исследования, проведённого P. Hammel и соавт. [53] (NCT02195180), ERY-ASP применялась совместно с другими препаратами: гемцитабином или mFOLFOX6 (комбинация фторурацила, лейковорина® и оксалиплатина). Наблюдалось увеличение общей выживаемости и выживаемости без прогрессирования, независимо от уровня экспрессии гена аспарагинсинтетазы (ASNS). Кроме того, тяжесть побочных эффектов, которые по большей части заключались в повышении уровня γ-глутамилтрансферазы, нейтропении и ухудшении самочувствия, была значительно ниже, чем в других исследованиях [49–51]. В фазе III (NCT03665441) ERY-ASP использовалась совместно с гемцитабином и паклитакселом (+альбумин) или с иринотеканом, фторурацилом и лейковорином®. Наблюдалось небольшое увеличение общей выживаемости и выживаемости без прогрессирования по сравнению с группами без ERY-ASP. Кроме того, была увеличена частота объективного ответа опухоли и снижена его продолжительность. Однако применение ERY-ASP не снижало частоту и тяжесть побочных эффектов по сравнению с контрольными группами.

В настоящее время проводится I фаза клинического исследования (NCT05034627) по применению каласпаргазы пэгол-мкнл³ совместно с кобиметинибом для терапии аденокарциномы поджелудочной железы.

Молекулярно-генетические и биохимические механизмы чувствительности/резистентности опухолевых клеток к L-аспарагиназе

Опухолевые клетки, как известно, обладают специфическим профилем метаболизма: у них значительно снижено аэробное окисление, а энергию клетки получают преимущественно путём анаэробного окисления глюкозы и аминокислот. Как было показано ранее, во многих опухолевых клетках снижен уровень экспрессии ASNS. Этот фермент осуществляет синтез аспарагина из аспарагиновой кислоты. Находясь в сыворотке крови, L-аспарагиназа истощает запасы аспарагина. При этом, если нормальные клетки способны синтезировать аспарагин благодаря достаточной экспрессии гена ASNS, то опухолевые клетки не могут этого сделать из-за сниженной экспрессии. В результате в них уменьшается количество аспарагина, доступного для синтеза белков. Кроме того, аспарагиназа обладает также глутаминазной активностью, из-за чего снижается количество глутамина, необходимого для синтеза аспарагина из аспартата.

В исследовании G. Karpel-Massler и соавт. [27] было продемонстрировано, что L-аспарагиназа способна активировать как внутренний, так и внешний пути апоптоза. Влияние на внутренний путь заключалось в уменьшении количества антиапоптотических факторов и увеличении проапоптотических, однако с помощью различных механизмов. L-аспарагиназа усиливала апоптотический эффект TRAIL (внешний путь), при этом наблюдалось усиленное расщепление прокаспаз 3 и 8.

Дополнительный механизм цитотоксического действия L-аспарагиназы был показан в исследовании I. Hermanova и соавт. [54]. Аспарагиназа, проникая в клетку, способна ингибировать белок RagB, который является одним из активаторов белка mTOR. Белок mTOR выполняет множество функций, среди которых усиление биосинтеза белков, транспорта глюкозы в клетку и активности гликолиза. Таким образом, ингибируя RagB, L-аспарагиназа снижает активность этих процессов (рис. 1).

 

Рис. 1. Механизмы противоопухолевого действия L-аспарагиназы (L-ASNase).

Fig. 1. Mechanisms of the antitumor action of L-asparaginase (L-ASNase).

 

Кроме того, в ряде работ было показано, что некоторые мутантные формы L-аспарагиназы из Rhodospirillum rubrum (RrA) способны ингибировать клеточную пролиферацию, проникая в клетку путём клатрин-зависимого эндоцитоза и воздействуя на ген теломеразы [55–58]. Выяснилось, что эти формы RrA способны снижать экспрессию субъединицы теломеразы hTERT, что приводит к укорочению теломер, репликативному старению и апоптозу.

Резистентность к L-аспарагиназе

Устойчивость опухолевых клеток к действию L-аспарагиназы может быть обусловлена повышенным (по тем или иным причинам) уровнем экспрессии в них гена ASNS, что подтверждено многочисленными исследованиями. Кроме того, было показано, что степень метилирования промоторной области гена ASNS влияет на интенсивность его транскрипции. ASNS является частью сигнального пути GCN2–eIF2–ATF4, активирующегося при дефиците аминокислот [59, 60]. В частности, при недостатке аспарагина в результате активации указанного пути фактор ATF4 связывается с промотором гена ASNS и активирует его транскрипцию. Однако, как выяснилось, связывание ATF4 требует гипометилированного состояния промотора ASNS [61].

Следовательно, экспрессия гена возможна только в том случае, если активирован фактор ATF4 и промотор гена гипометилирован. Результаты исследования J. Jiang и соавт. [62] согласуются с этими наблюдениями: промотор в гиперметилированном состоянии не способен связывать ATF4. Позже эти выводы были подтверждены в когортном исследовании K. Akahane и соавт. [63], в котором выяснилось, что устойчивость к L-аспарагиназе связана с гипометилированным статусом промоторной области ASNS. Кроме того, в работе A. Touzart и соавт. [64] было показано, что чувствительные к L-аспарагиназе клетки имеют низкий уровень экспрессии и гиперметилирование промоторной области ASNS.

Несколько исследований показали, что устойчивость к L-аспарагиназе также может быть связана с дефицитом белка PTEN [65–67]. PTEN ингибирует активность сигнального пути PI3K–Akt–mTOR, дефосфорилируя PIP3 до PIP2 и, таким образом, снижая активность mTOR (рис. 2).

 

Рис. 2. Участие PTEN в сигнальном пути PI3K–Akt–mTOR.

Fig. 2. Involvement of PTEN in the PI3K–Akt–mTOR signaling pathway.

 

В клетках, дефицитных по PTEN, происходит гиперактивация mTOR, что, по-видимому, является антагонистическим процессом по отношению к действию L-аспарагиназы, которая ослабляет активность mTOR через ингибирование RagB, благодаря чему опухолевые клетки приобретают резистентность к действию L-аспарагиназы. Впрочем, устойчивость PTEN-дефицитных клеток к ней может быть снижена с помощью ингибиторов Akt [68].

В ряде работ было выяснено, что недостаток аминокислот активирует аутофагию, которая считается механизмом защиты в опухолевых клетках [69–71]. Кроме того, было показано, что применение L-аспарагиназы вызывает повреждение митохондрий и активацию аутофагии через ингибирование mTOR, при этом происходит утилизация повреждённых митохондрий и снижение выработки активных форм кислорода [54, 72–74]. Вместе с тем ингибирование аутофагии усиливает противоопухолевую активность L-аспарагиназы. Таким образом, активация аутофагии является одним из механизмов резистентности опухолевых клеток к данному ферменту, однако механизмы данного явления нуждаются в уточнении.

В результате исследований была прояснена роль костномозгового микроокружения лейкозных клеток в устойчивости к L-аспарагиназе [75–77]. Опухолевые клетки способны взаимодействовать с окружающими их мезенхимальными стволовыми клетками, при этом последние могут транспортировать лейкозным клеткам аспарагин. Кроме того, в адипоцитах костного мозга в ответ на терапию L-аспарагиназой может увеличиваться экспрессия глутаминсинтетазы. Избыточные количества глутамина могут защищать опухолевые клетки от действия L-аспарагиназы.

Были обнаружены гены, ассоциированные с резистентностью к аспарагиназе. Низкая экспрессия генов опиоидного рецептора μ1 (OPRM1) [78] и HAP1 (ген ассоциированного с хантингтином белка 1) [79] коррелирует с устойчивостью к L-аспарагиназе.

Кроме того, в работе [80] показано, что при активации пути Wnt происходило увеличение чувствительности опухолевых клеток к действию аспарагиназы. Сенсибилизация была опосредована Wnt-зависимой стабилизацией белков, которая ингибирует их GSK3-зависимое убиквитинирование и протеасомную деградацию, являющуюся катаболическим источником аспарагина (рис. 3).

 

Рис. 3. Ингибирование GSK3 (киназы гликогенсинтазы 3) сенсибилизирует лейкозные клетки к действию аспарагиназы.

Fig. 3. Inhibition of GSK3 (glycogen synthase kinase 3) sensitizes leukemic cells to the action of asparaginase.

 

Фармакологическое ингибирование GSK3 сенсибилизировало устойчивые к L-аспарагиназе лейкозы. Таким образом, в резистентных опухолевых клетках происходит блокирование Wnt-пути, в результате чего происходит деградация белков с высвобождением необходимого аспарагина.

Чувствительность к L-аспарагиназе

Как отмечалось ранее, в работах P.L. Lorenzi и соавт. [23, 24] были исследованы клеточные линии рака яичников. Чувствительность клеток к L-аспарагиназе слабо коррелировала с количеством мРНК гена ASNS, однако была обнаружена более сильная взаимосвязь с концентрацией белка аспарагинсинтетазы. Путём РНК-интерференции удалось добиться снижения концентрации аспарагинсинтетазы в опухолевых клетках, что увеличило их чувствительность к L-аспарагиназе в 4–5 раз, а у линии с минимальной экспрессией ASNS — более чем в 500 раз, причём такой эффект был и у клеточных линий, приобретших множественную лекарственную устойчивость.

Клеточные линии аденокарциномы поджелудочной железы также показали зависимость эффективности действия L-аспарагиназы от уровня экспрессии ASNS [25]. Опухолевые клетки желудка, для которых было характерно гиперметилированное состояние промотора ASNS и низкая экспрессия этого гена, показали высокую чувствительность к L-аспарагиназе [81].

На клеточных линиях и ксенографтах опухолей головного мозга было обнаружено, что наиболее чувствительная к L-аспарагиназе линия DAOY имела самый низкий уровень экспрессии ASNS, а в менее чувствительных линиях происходило увеличение экспрессии [26].

На моделях ГЦК было выяснено, что L-аспарагиназа ингибирует рост клеток с низким уровнем экспрессии глутаминсинтетазы, но с высоким уровнем аспарагинсинтетазы. Комбинированное применение аспарагиназы и ленватиниба ингибирует рост клеток, но оказывается неэффективным для клеток, экспрессирующих ген транспортёра глутамина [28].

Интересные результаты были получены в исследовании B. Zhang и соавт. [29] на клетках ГЦК. Было обнаружено, что для этих клеток сохраняется общая тенденция зависимости чувствительности к L-аспарагиназе от уровня экспрессии ASNS: чем меньше уровень экспрессии, тем больше чувствительность. Однако выяснилось, что низкая экспрессия ASNS также связана со злокачественными клинико-патологическими особенностями течения заболевания: высокой пролиферативной и миграционной способностями опухолевых клеток, их склонностью к метастазированию. Эти данные согласуются с наблюдениями тех же авторов о том, что низкий уровень экспрессии ASNS связан с плохой общей выживаемостью пациентов. Введение L-аспарагиназы снижало агрессивность тех опухолей, в которых была выявлена низкая экспрессия ASNS. Работа C.Y. Lin и соавт. [82], хотя в ней и не исследуется ответ на введение L-аспарагиназы, также подтверждает худшую выживаемость и низкую эффективность химиолучевой терапии при низкой экспрессии ASNS в клетках рака прямой кишки.

В то же время результаты ряда исследований противоречат выводам о том, что низкая экспрессия ASNS связана с большей злокачественностью. Например, K. Fang и соавт. [83] выяснили, что в клетках плоскоклеточного рака пищевода при дефиците глюкозы повышение экспрессии ASNS коррелирует с увеличением агрессивности опухолевых клеток: увеличиваются их пролиферация и инвазия. А в исследовании Q. Yu и соавт. [84] было обнаружено, что низкая экспрессия ASNS сочетается с низкой пролиферацией клеток рака желудка; тот же результат был получен и для клеток рака молочной железы [85]. Кастрационно-резистентный рак предстательной железы также показал зависимость интенсивности роста от экспрессии ASNS: РНК-интерференция снизила пролиферацию опухолевых клеток [86]. Таким же образом, методом РНК-интерференции, H. Li и соавт. [87] выяснили, что такие агрессивные опухоли, как меланома (линия А375) и эпидермоидная карцинома кожи (линия А431), аналогично показали замедление роста и остановку клеточного цикла: снижались уровни CDK4, CDK6 и циклина D1, а уровень p21 был повышен.

Таким образом, можно сказать, что вопрос о влиянии уровня экспрессии ASNS на степень злокачественности опухолевых клеток пока остаётся открытым. По всей видимости, для разных видов опухолей, разных стадий и разных клинических ситуаций можно прогнозировать разнонаправленные зависимости.

Выше упоминалось исследование H. Li и соавт. [81], в котором изучались опухоли желудка. Помимо моделей in vitro, авторы изучили поведение этих опухолей на мышах. Две линии с различным уровнем экспрессии ASNS по-разному реагировали на введение L-аспарагиназы: рост ксенографтов опухоли с низкой экспрессией значительно снизился, в отличие от ксенографтов с высоким уровнем экспрессии ASNS.

С использованием ксенотрансплантатов колоректального рака в работе G. Nishikawa и соавт. [47] было показано, что ксенографты с нокдауном ASNS были чувствительны к L-аспарагиназе, однако контрольные ксенографты с высоким уровнем экспрессии ASNS были устойчивы к ней. Похожие результаты были получены и для клеточных сфероидов, которых использовали для трансплантации мышам: низкие дозы аспарагиназы значительно ингибировали рост клеток с нокдауном ASNS и ограниченно ингибировали рост контрольных сфероидов. В работе K. Toda и соавт. [48] на ксенотрансплантате колоректального рака с мутацией в гене KRAS было продемонстрировано, что подавление экспрессии ASNS повышает чувствительность опухолей к действию L-аспарагиназы.

Недавнее исследование на меланоме A2058 показало, что эта опухоль чувствительна к L-аспарагиназе при нокдауне ASNS in vitro, однако in vivo этот эффект не был обнаружен, аналогично как не фиксировалось ответа на терапию этой опухоли L-аспарагиназой в клинической практике [88]. Авторы выяснили, что в таком случае запускаются компенсаторные механизмы, помогающие опухолевым клеткам противостоять истощению аспарагина. К таким механизмам относятся активация пути GCN2–eIF2–ATF4 (см. выше) и увеличение содержания MAP2K1 и Bcl-xL, что усиливает пролиферацию и ингибирует апоптоз.

Заключение

Таким образом, чувствительность многих солидных опухолей к аспарагиназе подтверждает перспективность её применения для лечения широкого круга злокачественных заболеваний, а определение предиктивных маркёров, помогающих предсказывать чувствительность опухолевых клеток, позволяет отбирать пациентов, у которых применение аспарагиназы может быть наиболее эффективным.

Суммируя изложенные выше экспериментальные данные, можно обобщить ключевые характеристики экспериментальных моделей солидных опухолей, на которых эффективность L-аспарагиназы ожидается более высокой:

• низкий уровень экспрессии аспарагинсинтетазы;
• низкий уровень экспрессии глутаминсинтетазы;
• высокая активность сигнального пути Wnt.

С учётом изученных в экспериментальных и клинических исследованиях типов опухолей, можно предполагать значимую чувствительность к L-аспарагиназе у клеток рака толстой кишки, рака молочной железы и ГЦК. Особенно ценными являются наблюдения, которые могут обосновать использование препаратов L-аспарагиназы при труднокурабельных опухолях, таких как рак поджелудочной железы и меланома. Кроме того, выяснение молекулярных механизмов и маркёров чувствительности различных опухолей к L-аспарагиназе может помочь в выборе тактики лечения после определения предположительной чувствительности опухоли к аспарагиназе.

Дополнительно

Источник финансирования. Исследование выполнено при финансовой поддержке в рамках государственного задания Министерства науки и высшего образования Российской Федерации № 075-01551-23-00 (FSSF-2023-0006) «Поиск эффективных и безопасных фармакологических пар на основе низкомолекулярных соединений и ферментов с противоопухолевой активностью» (рег. номер 1022040600928-8-1.6.4;1.6.5;3.1.5;3.1.6 от 2022 г.).

Конфликт интересов. Авторы декларируют отсутствие явных и потенциальных конфликтов интересов, связанных с публикацией настоящей статьи.

Вклад авторов. Все авторы подтверждают соответствие своего авторства международным критериям ICMJE (все авторы внесли существенный вклад в разработку концепции, проведение исследования и подготовку статьи, прочли и одобрили финальную версию перед публикацией). Наибольший вклад распределён следующим образом: Кисляк И.А. — поиск литературных источников, написание черновика рукописи, редактирование статьи; Покровская М.В. — редактирование статьи; Жантурина Д.Ю. — создание рисунков; Покровский В.С. — разработка структуры статьи и её редактирование.

Additional Information

Funding source. The study was financially supported within the framework of the state task of the Ministry of Science and Higher Education of the Russian Federation No. 075-01551-23-00 (FSSF-2023-0006) «Search for effective and safe pharmacological pairs based on low molecular weight compounds and enzymes with antitumor activity» (reg. number 1022040600928-8-1.6.4;1.6.5;3.1.5;3.1.6 dated 2022).

Competing interests. The authors declare that they have no competing interests.

Authors’ contribution. All authors made a substantial contribution to the conception of the work, acquisition, analysis, interpretation of data for the work, drafting and revising the work, final approval of the version to be published and agree to be accountable for all aspects of the work. Kislyak IA — search for literary sources, writing the manuscript, editing the article; Pokrovskaya MV — editing the article; Zhanturina DYu — creating drawings; Pokrovsky VS — development of the structure of the article and its editing.

 

¹ ЛС не зарегистрировано в РФ

² ЛС не зарегистрировано в РФ

³ ЛС не зарегистрировано в РФ

About the authors

Il’ya A. Kislyak

Peoples’ Friendship University of Russia

Author for correspondence.
Email: kislyal.ilya.98@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-6042-9795
Russian Federation, 6 Miklukho-Maklaya street, 117198 Moscow

Marina V. Pokrovskaya

Institute of Biomedical Chemistry

Email: ivan1190@yandex.ru
ORCID iD: 0009-0008-2726-3632

Cand.  Sci. (Bio.)

Russian Federation, Moscow

Darya Yu. Zhanturina

Peoples’ Friendship University of Russia

Email: dashazh@gmail.com
ORCID iD: 0009-0005-6521-3220
Russian Federation, 6 Miklukho-Maklaya street, 117198 Moscow

Vadim S. Pokrovsky

Peoples’ Friendship University of Russia; N.N. Blokhin National Medical Research Center of Oncology

Email: v.pokrovsky@ronc.ru
ORCID iD: 0000-0003-4006-9320
SPIN-code: 4552-1226

MD, Dr. Sci. (Med.)

Russian Federation, Moscow; 6 Miklukho-Maklaya street, 117198 Moscow; 24 Kashirskoe shosse, Moscow 115478

References

Supplementary files